Resumen Antecedentes
Para investigar la composición microbiana de biopelículas en los tejidos peri-implante y periodontales inflamados en el mismo tema, utilizando 16S rRNA secuenciación.
Métodos
supra y submucosa, y las muestras de placa supra y subgingival fueron recogidos a partir de 7 sujetos que sufren de peri-implante enfermas y los tejidos periodontales. Se aisló ADN bacteriano y se amplificaron los genes 16S rRNA, secuenciado y se alinean para la identificación de los géneros bacterianos.
Resultados
43734 secuencias quimera-agotado, sin ruido se identificaron, correspondiente a 1 phylum, 8 clases, 10 órdenes, 44 familias y 150 géneros. Las familias más abundantes o géneros que se encuentran en la placa supragingival o supramucosal eran Streptoccocaceae, Rothia Opiniones y Porphyromonas. Hoteles en la placa de la submucosa, la familia más abundante o géneros encontrados fueron Rothia, Streptococcaceae Opiniones y Porphyromonas
sobre implantes . Los más abundantes bacterias subgingivales en los dientes eran Prevotella, Streptococcaceae, España y TG5. Francia El número de secuencias encontradas para los géneros Tannerella Opiniones y Aggregatibacter
sobre los implantes fue significativamente diferente entre los lugares supra e submucosa antes múltiple pruebas. Los análisis demostraron diferencias significativas entre microbioma sobre implantes y dientes en las biopelículas supra o submucosos y supra o subgingival.
Conclusión
tejidos peri-implante y periodontales enfermas en géneros bacterianos la misma proporción similar objeto y basado en el el análisis de los taxones en un biofilm composiciones nivel de género no puede dar cuenta de las patologías potencialmente distintos a los implantes o dientes. tejidos periodontales tejidos
Palabras clave
-profundo de secuenciación del ARNr 16S de secuenciación enfermas periimplantarias enfermas la placa supragingival subgingival de placa de biofilm Microbiología Jörg Eberhard y Meike Stiesch contribuyeron igualmente a este trabajo
material complementario Electrónico
La versión en línea de este artículo. (doi:. 10 1186 /1472-6831-14-157) contiene material complementario, que está disponible para los usuarios autorizados.
Antecedentes
Los implantes dentales se utilizan comúnmente para reemplazar los dientes perdidos en pacientes parcialmente desdentados o desdentados. La inflamación de los tejidos blandos y duros peri-implante es el efecto adverso más frecuente y puede comprometer la estabilidad a largo plazo de los implantes osteointegrados. Mientras que alrededor del implante affectes mucositis solamente tejidos blandos, periimplantitis también implica el hueso de soporte. La prevalencia de la periimplantitis durante 5-10 años después de la osteointegración exitosa parece ser del orden de 10% de los implantes y el 20% de los pacientes [1].
Factores de riesgo aceptados para peri-implante de enfermedades relacionadas son la mala higiene bucal , una historia de la periodontitis y el tabaquismo [2]. Las biopelículas se han descrito en detalle mediante el uso de técnicas de hibridación en periimplantitis [3-6] y recientemente por técnicas de secuenciación de alto rendimiento en los implantes en su defecto [7-9]. biofilms supra y submucosas en implantes en los sujetos individuales no se han descrito mediante el uso de técnicas de secuenciación de alto rendimiento, aunque se ha demostrado que la composición de biofims supragingivales afecta significativamente la formación de biofilm subgingival [10-12]. En consecuencia, las biopelículas supramucosal también pueden determinar la composición de la microflora de la submucosa. Las propiedades superficiales diversas (composición química, rugosidad de la superficie, la superficie de energía libre) y la arquitectura del tejido en los implantes y los dientes pueden afectar la adhesión bacteriana y el crecimiento de biofilms, así [13] y puede dar cuenta de las diferencias propuestos en la respuesta inflamatoria a los implantes y dientes [ ,,,0],14]. Por lo tanto
el objetivo del siguiente estudio fue caracterizar mejor la composición microbiana de supra y submucosa, repectively placas supra y subgingival en implantes y dientes enfermos.
Métodos
Asunto selección
los sujetos incluidos en el estudio tenían al menos sitios ≥30% con EP ≥4 mm y la pérdida ósea radiográfica evidente. Todos los pacientes fueron parcialmente desdentado (no menos de 8 dientes), con al menos 1 funcionamiento de implantes orales restaurados con coronas o prótesis. Los criterios de inclusión fueron: (A) un implante y los dientes que muestran signos de inflamación activa (tejido con signos manifiestos de la inflamación (enrojecimiento e hinchazón), sangrado al sondaje (BOP) y la profundidad de la bolsa (PD) ≥ 4 mm en al menos un sitio y evidencia de pérdida ósea radiográfica), (b) los implantes tenía que estar funcionando durante al menos 1 año. Los criterios de exclusión fueron: (a) cualquier tratamiento peri-implante o periodontal 6 meses antes del muestreo. (B) enfermedades sistémicas como la diabetes mellitus, (C) fumar, (D) medicamento antibiótico o inmunosupresor en los 3 meses anteriores.
Una historia médica completa se registró, seguido de un examen clínico y radiográfico. Se obtuvo el consentimiento informado y el estudio fue aprobado por el comité local de ética de la Facultad de Medicina de Hannover (n. ° 4348).
Examen clínico
Dos dentistas experimentados examinaron todas las materias. profundidad de la bolsa se midió utilizando una presión calibrada sonda periodontal (Hawe Click-Probe, Kerr Hawe SA, Bioggio, Suiza). profundidad de sondaje se midió al milímetro más cercano en la escala. Sangrado al sondaje se evaluó tras la palpación usando una medida dicotómica. Todas las mediciones se realizaron en 4 sitios de todos los implantes y los dientes. Los depósitos de placa se registraron (presencia /ausencia) sin tinción, utilizando una versión modificada del índice de placa aproximal (API) [15]. La recogida de muestras
En cada tema, el implante y el diente con las profundidades más profundas fueron escogidos para la placa colección. Después de aislar el área de muestreo con rollos de algodón y secado suave con una jeringa de aire, 2 puntas de papel estéril de endodoncia (puntas de papel absorbente, VDW GmbH, Munich, Alemania) fueron utilizados supramucosally o supragingival para recoger las biopelículas. Posteriormente, los supramucosal y supragingivales placas residuales se eliminaron completamente con un raspador dental. Dos puntas de papel estériles se colocaron a continuación en la submucosa o debajo de la encía. Las muestras se agruparon por separado para cada implante, diente y la ubicación y se colocaron en criotubos de 2 ml (Eppendorf, Hamburgo, Alemania) y se congelaron inmediatamente a -80 ° C antes del procesamiento.
Extracción de ADN y la secuencia
aislamiento de ADN
puntos papel utilizado para toma de muestras se trataron con solución de lisozima 360 l durante 30 min a 37 ° C (20 mg /ml de lisozima, Tris HCl 20 mM, EDTA 2 mM, 1,2% de Triton X100, pH 8,00), seguido por digestión con proteinasa K durante 30 min a 56 ° C en 400 l de tampón aL (Qiagen, Hilden, Alemania). Las enzimas se inactivaron por calentamiento a 95 ° C durante 15 min. Se añadieron estériles perlas de vidrio de 0,5 mm (Roth, Karlsruhe, Alemania) y las células bacterianas se rompieron mediante agitación vigorosa (6500 rpm, 3 x 20s, 15s rompen) con un molino de perlas Precellys 24 (Bertin Technologies, Montigny-le-Bretonneux, Francia ). Posteriormente, se purificó el ADN total con el kit QIAamp DNA Mini (Qiagen, Hilden, Alemania) de acuerdo con el protocolo del fabricante para las bacterias gram-positivas (QIAamp® ADN Mini y Mini Manual de sangre, Tercera Edición, Apéndice D).
16S la amplificación del ADNr y la preparación de muestras
de cada muestra, un fragmento de aproximadamente 550 pb del gen 16S rRNA se amplificó utilizando el 27F cebadores de amplio alcance (5'-3'-AGAGTTTGATCMTGGCTCAG) y 521r (5'-ACCGCGGCTGCTGGCAC-3 '; tanto Eurogentec, Seraing, Bélgica). Los cebadores dirigidos secuencias de ADN conservadas que flanquean las regiones hipervariables V1 y V3 dentro del gen 16S rRNA. PCR se realizó en un termociclador TProfessional (Biometra, Göttingen, Alemania) en un volumen total de reacción de 50 l. La mezcla de PCR contenía aproximadamente 20 ng de ADN molde, 200 nM de cada cebador, tampón 1x PCR (incluyendo cloruro de magnesio 1,5 mM; Qiagen, Hilden, Alemania), 1,5 U de polimerasa Taq HotStar (Qiagen, Hilden, Alemania), 200 mM de cada dNTP (Roth, Karlsruhe, Alemania) y agua de calidad para PCR (Roche, Penzberg, Alemania). Las condiciones de PCR fueron las siguientes: desnaturalización inicial a 95 ° C durante 15 min; 32 ciclos de amplificación que consisten en la desnaturalización a 94 ° C durante 1 min, hibridación a 52 ° C durante 40, elongación a 72 ° C durante 1 min; extensión final a 72 ° C durante 10 min. Las reacciones de PCR se separaron en un gel de agarosa al 1,0% (agarosa MP; AppliChem, Darmstadt, Alemania) y se purificaron usando el kit de extracción de gel QIAquick (Qiagen, Hilden, Alemania). Los amplicones purificados de cada muestra fueron utilizados como plantilla para una segunda etapa de PCR con el cebador 27F-Adab (5'-3 'CCTATCCCCTGTGTGCCTTGGCAGTCTCAGAGAGTTTGATCMTGGCTCAG-) y un cebador inverso 521r-MID_X individuo (5'-CCATCTCATCCCTGCGTGTCTCCGACTCAGXXXXXXXXXXXACCGCGGCTGCTGGCAC-3'; XXXXXXXXXXX = único MID-tag) que contiene una secuencia de código de barras único Multiplex-Identificador (MID). química de amplificación fue el mismo que el descrito anteriormente, sin embargo, 100 ng de ADN molde se usaron por reacción, la temperatura de hibridación se elevó a 67 ° C y el número de ciclo se redujo a 15. productos de reacción de PCR fueron purificados por electroforesis en gel de agarosa y se extrajo como se ha descrito antes. Las concentraciones de ADN se determinaron utilizando el ADN de doble cadena ™ de Alta Sensibilidad La cuantificación Kit AccuBlue (Biotium, Hayward, EE.UU.) en combinación con un lector de fluorescencia BioTekSynergy II (BioTek, Bad Friedrichshall, Alemania). Posteriormente, las muestras se mezclaron en una relación equimolar y se procesan adicionalmente de acuerdo con las instrucciones del fabricante para el titanio Library Preparation Kit (Roche, Penzberg, Alemania). Pirosecuenciación se realizó en un secuenciador GS FLX (Roche, Penzberg, Alemania).
Bioinformática
procesamiento de secuencias
Qiime versión de software 1.6 [16] se utilizó para pre-procesamiento, la identificación de las unidades taxonómicas operacionales (OTU), la asignación taxonómica y las comparaciones estructura de la comunidad. En la etapa de preprocesamiento, cada 454-lectura se eliminó si (a) el número de pares de bases era & lt; 200 o & gt; 550, (b) el nivel de calidad era & lt; 25, (c) el número de bases ambiguas era & gt; 6, (d) existe un desajuste de imprimación, (e) el número de errores en el código de barras eran & gt; 1.5, o (f) una carrera homopolímero era & gt; 6. Además de estos pasos de filtrado de la calidad, se realizó una etapa de eliminación de ruido de las secuencias [17] con el -script "denoise_wrapper" en qiime. secuencias quiméricas fueron eliminadas mediante ChimeraSlayer con la configuración predeterminada después de qiime OTU-cosecha y la asignación taxonómica.
asignación OTU y la clasificación taxonómica
Las secuencias fueron asignados a UOT con el método uclust en qiime con un umbral de similitud de 0,97, lo cual corresponde al nivel de género Otus. Para la siguiente asignación taxonómica, se utilizó el método de explosión en qiime con los Greengenes 12_10 liberación con el 97% UOT como la base de datos de referencia. Además, los géneros se clasifican de acuerdo a su tinción de Gram basado en Manual de Bergey de Bacteriología Sistemática.
Los análisis estadísticos sobre The OTU-tabla creada por qiime después de la eliminación de ruido y la quimera comprobaciones son importados en el lenguaje de programación estadística R [18] utilizando el Bioconductor [19] paquete phyloseq [20]. Los siguientes análisis gráficos también se realizaron con el paquete phyloseq y fueron creados para (a) todo el conjunto de datos, (b) el subconjunto implante y (c) el subconjunto de los dientes. El rango taxonómico utilizado para los siguientes análisis fue el nivel de género. En primer lugar, se crearon mapas de calor para las 50 bacterias más abundantes. En segundo lugar, los análisis de coordenadas principales (PCoA) de las distancias UNIFAC se calcularon y se representaron. El análisis estadístico inferencial se calculó con el paquete Bioconductor bordeadora [21]. Por lo tanto registro de los factores de cambio y valores de p multiplicidad ajustados correspondientes se estimaron a partir de modelos lineales generalizados separadas para cada género con el paciente como covariable y teniendo en cuenta el carácter diseño pareado. La biodiversidad se calculó utilizando el Índice de Shannon-Diversidad [22].
Resultados
de datos clínicos sobre Seven sujetos (2 hombres, 5 mujeres, con una edad media de 60,1 ± 9,8 años) fueron elegibles para el estudio entre agosto y octubre 2010 en la Escuela de Medicina de Hannover, Departamento de Prótesis Dental y Materiales Ciencias Biomédicas. Los datos individuales y de toda la boca scoring de todos los pacientes se resumen en la Tabla 1. Todos los implantes habían sido investigados en funcionamiento durante un promedio de 11,6 ± 5,5 años. Los signos clínicos de la inflamación fueron evidentes en los implantes investigados (PD 4,9 ± 1,2 mm, BOP 39,9 ± 34,9%) y los dientes (PD 4.1 ± 1.2 mm, BOP 35,7 ± 31,8%). Las diferencias entre las grabaciones clínicas en implantes y los dientes no fueron significativas (Tabla 1) .Tabla 1 Características de los sujetos
Población de estudio
Número de pacientes
7
género (hombre /mujer)
2/5
Edad (años) guía empresas 60,1 ± 9,8
Implante longevidad (años) guía empresas 11,6 ± 5,6
número de implantes por paciente (n)
4,7 ± 3,6
El número de dientes que le quedaban por paciente (n) guía empresas 16,7 ± 7,3
puntuaciones de toda la boca
placa índice, API ( %) guía empresas 61,3 ± 28,8
BOP (%) guía empresas 22,1 ± 16,2
Número de periodontitis dientes afectados por paciente ( %) guía empresas 68,1 ± 15,5
Las puntuaciones en los sitios muestreados
Implantes
placa índice (%) guía empresas 35,7 ± 37,8
BOP (%) guía empresas 39,3 ± 34,9
PD (mm)
5.0 ± 1.3
dientes
placa de índice (%) guía empresas 28,6 ± 39,3
BOP (%) guía empresas 35,7 ± 31,8
PD (mm) guía empresas 4.1 ± 1.3
datos se presentan como medias y desviaciones estándar
de API, índice de placa; interproximales. BOP, sangrado al sondaje; PD, la profundidad del sondaje.
Supra y subgingivales microbioma
se analizaron 28 muestras subgingivales y supranacionales de 7 pacientes y se obtuvo un total de 43734 secuencias quimera-agotado, sin ruido que representan 1 phylum, 8 clases, 10 órdenes, 44 familias y 150 géneros (archivo adicional 1). En los implantes, estas secuencias representadas las familias Porphyromonadaceae, Lachnospiraceae, Streptococcaceae Opiniones y géneros Rothia, Actinomyces, Paenibacillus, Microbacterium, Pseudoramibacter, Leptotrichia, Parascardovia, Tannerella, Granulicatella, Tessaracoccus, Clostridium, aeromonadales, veillonellas Capnocytophaga, Prevotella, TG5, Fusobacterium, Exiguobacterium, Enterococcus, Porphyromonas, Streptococcus
en implantes. En
los dientes, las secuencias representadas las familias coriobacteriaceae, RS-045, Veillonellaceae, Neisseriaceae
, y los géneros Mogibacterium, Porphyromonas, Tannerella, Aggregatibacter, Treponema, Capnocytophaga, Lactococcus, Granulicatella, Enterococcus, Exiguobacterium, Atopobium, veillonellas
. En los implantes y los dientes, las bacterias mencionadas anteriormente representaban & gt; 90% de todas las secuencias. Hoteles en supramucosal o placas supragingival sobre implantes y los dientes, los taxones más abundantes fueron Streptococcacea, Rothia, España y Porphyromonas
. En las placas de la submucosa en los implantes, los taxones más abundante que se encuentra fuera Rothia, Streptococcaceae Opiniones y Porphyromonas
. Los más abundantes bacterias subgingivales en los dientes eran Prevotella, Streptococcaceae y TG5 gratis (Figura 1a, b). Figura 1 Frecuencia de detección de taxones encontrar en sitios peri-implante y periodontales inflamados. (A) La distribución de los taxones en las biopelículas supra e implantes submucosos del inflamadas y (b) los taxones en las biopelículas supra y subgingival de los dientes afectados por la periodontitis. Los géneros que aparece (g), familias (f) y clases (c) representa el 90% de todas las secuencias encontradas. Francia El análisis estadístico mostró diferencias significativas entre placa supra y submucosa de implantes para el género Tannerella gratis (p = 0.0067) y casi significativas diferencias de género Aggregatibacter gratis (p = 0,056). Después de la corrección de múltiples ensayos, estas diferencias no fueron significativas.
Gram stain categorías
Las categorías de tinción de Gram en los implantes y los dientes se presentan en la figura 2a y b. En general, las bacterias Gram-positivas fueron más prevalentes que las bacterias Gram-negativas en todas las muestras. En los implantes, las bacterias Gram-positivas se encontraron predominantemente en muestras supra y submucosas. En las muestras supragingival de los dientes, las bacterias Gram-positivas fueron más frecuentes que las bacterias Gram-negativas, pero en las muestras de placa subgingival la abundancia de bacterias Gram-positivas y Gram-negativas fueron similares. En los implantes y los dientes, el número de bacterias Gram-negativas fueron mayores en la submucosa y lugares subgingivales que en supramucosal y sitios supragingival. La Figura 2 taxa identificados fueron clasificados de acuerdo a sus características de tinción de Gram. Las barras representan el número acumulado de UOT en áreas supra e implantes submucosos en (a), y en las zonas supra y subgingival en los dientes (b). El análisis de coordenadas
Principal (PCoA) Francia El análisis de coordenadas principales (Figura 3) de las distancias UNIFAC ponderados no reveló partición distinta de las comunidades bacterianas asociadas con los implantes o dientes (p & gt; 0,01). Figura 3 estructura de la comunidad bacteriana en los sitios peri-implante y periodontales inflamados. Los paneles muestran el Análisis de Coordenadas Principales de las distancias UNIFAC. No hubo reparto de las comunidades bacterianas asociadas con los implantes o dientes (p & gt; 0,01), como se ilustra en la distribución pobremente graduada de puntos que representan las cuatro áreas de la muestra de este estudio se llevó a cabo y mapa de calor de visualización de datos
. utilizando una pantalla de mapa de calor, donde la abundancia relativa de los 50 géneros más frecuentes están representados por diferentes brillos (Figura 4). Las muestras de diferentes lugares dentro de los pacientes individuales comparten similitudes sólo mínimos en las composiciones de la comunidad bacteriana, como se muestra con la agrupación jerárquica de los taxones bacteriana en la pantalla del mapa de calor. Comunidades de los lugares en los implantes supramucosal estrechamente agrupadas con las comunidades de la submucosa lugares en los implantes. En contraste, las muestras tomadas de la placa supragingival eran menos similar a las muestras de placa subgingival en los dientes. Figura 4 presentación mapa de calor que muestra las abundancias de los 50 géneros más frecuentes en todas las muestras. Las muestras individuales se representan en el eje x como diente (T) o implante (I), la ubicación supra (= supramucosal o supragingival) o secundaria (= submucosa o subgingival) y un número que representa el paciente. A partir de esta presentación, es evidente que las diferentes ubicaciones dentro de los pacientes individuales comparten similitudes sólo mínimos en las composiciones de la comunidad bacteriana.
Índice de diversidad de Shannon Francia El índice de diversidad de Shannon describe la biodiversidad y considera el número de géneros y sus abundancias [22] . Ni los implantes de dientes ni demostraron diferencias significativas en el índice de diversidad de localizaciones supra e submucosos en implantes y localizaciones supra o subgingival en los dientes (Figura 5). Figura 5 El índice de Shannon diversidad se calculó para los implantes y los dientes y demostró que ni los implantes de dientes ni demostraron la agrupación significativa del índice de diversidad de los puntos de muestreo (azul y puntos rojos). Discusión
comentario El presente estudio describe con detalle el microbioma supra e submucosos, y supra y subgingival de sitios peri-implante y periodontales inflamados en los sujetos individuales utilizando 16S pirosecuenciación basada en los genes de ARNr. El estudio demostró (1) aparición frecuente de los miembros del género Rothia
y miembros de la familia Streptococcaceae
en implantes y los dientes, (2) no hay diferencias significativas entre los microbioma de los implantes y los dientes enfermos afectados por la periodontitis, (3) no hay diferencias significativas entre supra y submucosa, o supra y subgingival. microbioma comentario el actual enfoque de ARNr 16S fue dirigido para detectar la composición completa de las bacterias situadas en dos lugares diferentes en los implantes y los dientes. En el presente estudio, las longitudes de secuenciación se limitan a 550 pb y, por tanto, las anotaciones se restringieron a nivel de género, un enfoque establecido para el análisis de biofilms complejos [23, 24]. De acuerdo con otros documentos actuales, la composición del microbioma mostró altos diferencias interindividuales [8]. filotipos prominentes en las regiones supra e submucosos fueron Rothia Opiniones y Streptococcaceae
. Las especies pertenecientes al género Rothia
se han descrito repetidamente como miembros de las comunidades orales [25-27], y se han asociado con la salud periodontal [28, 29]. Los altos niveles de este género se han reportado en los sitios de implante saludables, así [30]. miembros específicos del género Rothia
han sido recientemente demostrado que causa infecciones clínicas tales como la artritis séptica, neumonía, septicemia en pacientes con trasplante renal, infecciones arteriovenosas, bronquitis aguda y endocarditis [31] y - como miembro de biopelículas - ha sido asociado con infecciones articulares en ortopedia [32]. Los factores de virulencia y la capacidad de este género para inducir infecciones se han estudiado in vitro así como [33]. Nuestro estudio también detecta altas frecuencias de géneros que no han sido descritos previamente como habitantes orales comunes [34]. Por ejemplo. Exiguobacterium
ha sido descrito como una bacteria colonizar hábitats marinos y mariscos [35-37], el permafrost de Siberia antigua, hielo glacial de Groenlandia, y aguas termales [38]. Desde el presente estudio, no está claro si este género fue incorporada accidentalmente por la contaminación [39] o si fue constituida en placas orales por el consumo de alimentos., La ingesta de alimentos, por lo tanto debe ser controlada con precisión o se grabó en los estudios futuros.
Todos los análisis en el presente estudio indica que la diversidad de las biopelículas que colonizan los implantes enfermas fue similar a las biopelículas que colonizan los dientes afectados por la periodontitis. Por el contrario, Kumar et al. [7] observó reducción de la diversidad en los sitios de implante que en los dientes enfermos y Koyanagi et al. [8] reportaron significativamente mayor diversidad en los sitios de implante que en los dientes enfermos. Una explicación parcial de estas diferencias puede ser que los sujetos eran de diferentes poblaciones étnicas. Se planteó la hipótesis de que la diversidad es un indicador de la complejidad de una enfermedad, mientras que una alta diversidad se asocia con enfermedades complejas.
En el presente estudio, géneros de bacterias asociadas con los implantes enfermas no fueron significativamente diferentes de las comunidades asociadas con los dientes infectados de la mismo tema, que está en conformidad con otras publicaciones [40-42] y demostró que la transmisión intraoral de bacterias de un nicho para el otro es un evento factible. Por el contrario, con las técnicas de hibridación del género Actinomyces
fue el taxón más dominante encontrado en dientes afectados por la periodontitis y los implantes enfermas [3, 43], pero sólo se encontró en las frecuencias bajas en el presente estudio. Kumar et al. [7] utilizado técnicas de secuenciación y concluyeron que Actinomyces
bacterias constituyen menos del 5% de todas las secuencias. Los géneros Treponema y Tannerella
incluyendo las especies pertenecientes al complejo de color rojo, así como Aggregatibacter, España se encuentra en casi frecuencias similares a los implantes y los dientes enfermos afectados por la periodontitis; por el contrario se encontró Porphyromonas
con más frecuencia en los implantes. Las mismas observaciones se reportaron anteriormente por Cortelli et al. [44] pero no fueron apoyados por otros estudios [7, 8]. Una vez más, las diferencias en el diseño experimental puede dar cuenta de estas observaciones, por ejemplo, Kumar et al. [7] Los implantes investigados y los dientes de diferentes temas.
En nuestro estudio, las composiciones de biopelículas supra o submucosos en implantes eran más similares que los biofilms supra o subgingival en los dientes, como lo demuestra el análisis del mapa de calor, el cual es conforme a Ximenez-Fyvie et al. [43] que encontró géneros idénticos en placas supra y subgingival de los dientes afectados por la periodontitis. Utilizando la hibridación de ADN, Shibli et al. [3] también confirmó las similitudes entre las biopelículas en las localizaciones supra e submucosos en implantes.
En los sitios de implante, la composición microbiana se compone principalmente de los taxones de bacterias Gram-positivas. En los dientes, los taxones Gram-positivos también fueron más frecuentes que los taxones Gram-negativas, pero las proporciones mucho más bajas. Estas diferencias entre los lugares supra e submucosos no eran evidentes en la discriminación de géneros secuenciados, pero se hizo evidente el uso de características Gram. Estos datos son parcialmente en contraste con los datos reportados por Kumar et al. [7], que afirmaron que la periimplantitis de los implantes en su defecto es una enfermedad predominantemente Gram-negativas.
Conclusiones Francia El presente estudio mediante secuenciación de ARNr 16S técnicas complementan el conocimiento de la composición de supra y submucosa, y supra - y biopelículas subgingal. Sobre la base de las limitaciones del estudio y el análisis en un nivel de género diferencias significativas en la composición del biofilm de los tejidos peri-implante y periodontales enfermas no se observaron
abreviaciones
API:.
Aproximal índice de placa
BOP:
sangrado al sondaje
Bp:
pares de bases
ADN: ácido desoxirribonucleico
dNTP:
Desoxynucleotide trifosfato
min .: minuto
ml: mililitro
mm:
Millimeter
no: Número
OUT:
unidades taxonómicas operacionales
PCoA:
análisis Coodinate Principales
< DFN> PCR: Reacción en cadena de la polimerasa
PD:
profundidad de la caja
ARNr:
ácido ribonucleico ribosomal.
Declaraciones
Agradecimientos
los autores agradecen a Rainer Schreeb por su excelente trabajo en el laboratorio.
el estudio fue financiado en parte por el Dr. Dorka-Stiftung.
electrónica material complementario
12903_2014_486_MOESM1_ESM.zip archivo adicional 1: 16S rRNA secuencias de genes. (ZIP 965 KB) de los autores originales presentados archivos de imágenes
A continuación se presentan los enlaces a los autores originales presentados archivos de imágenes. 'archivo original para la figura 1 12903_2014_486_MOESM3_ESM.tif autores 12903_2014_486_MOESM2_ESM.tif Autores archivo original de' archivo original de la figura 3 12903_2014_486_MOESM5_ESM.tif autores figura 2 12903_2014_486_MOESM4_ESM.tif Autores archivo original de la figura 4 12903_2014_486_MOESM6_ESM.tif archivo original de los autores de la figura 5 Conflicto de intereses
Los autores declaran que no tienen intereses en competencia contribución
autores
SS contribuido con el concepto y el diseño, la investigación clínica, análisis de datos, y fue responsable de la redacción.; ES investigación clínica; RS análisis de datos; secuenciación MaS; AW preparación de la muestra y el SNS; JE y MES concepto y el diseño revisado críticamente y aprobó la versión final del manuscrito.
