acrílico
Resumen Antecedentes
Dada la alta prevalencia de la candidiasis oral y el número limitado de agentes antifúngicos disponibles para controlar la infección, este estudio investigó la
vitro antifúngica in actividad de vinagre de alcohol en Candida spp
. y su efecto sobre las propiedades físicas de las resinas acrílicas.
Métodos
exámenes para determinar la concentración inhibitoria mínima (CIM) y la concentración fungicida mínima (MFC) de alcohol vinagre (0,04 g /ml de ácido acético) y nistatina ( se realizaron control). La actividad antifúngica de vinagre de alcohol se evaluó mediante ensayos cinéticos crecimiento microbiano y la inhibición de la Candida albicans
adhesión a resina acrílica a diferentes intervalos de tiempo. rugosidad de la superficie y el color de la resina acrílica se analizaron utilizando un dispositivo medidor de rugosidad y analizador de color.
Resultados
vinagre de alcohol mostraron CIM
75% y MFC 62,5% de 2,5 mg /ml, con fungicida efecto de 120 min, a diferencia de nistatina (p & lt; 0,0001), que mostró un efecto fungistático. vinagre de alcohol provocó una mayor inhibición de C. albicans
adherencia a la resina acrílica (p ≤ 0,001) en comparación con nistatina y no cambió los parámetros de rugosidad y el color del material.
Conclusión
vinagre de alcohol mostró propiedades antifúngicas contra Candida
cepas y no causó cambios físicos en la resina acrílica.
Palabras clave
candidiasis oral por Cándida albicans
ácido acético Dental Antecedentes prótesis
dado el aumento de la esperanza de vida y un mayor acceso de la población a servicios de atención dental, hay una mayor prevalencia de usuarios portadores de prótesis debido a la pérdida de dientes significativa entre los ancianos, ya sea en países desarrollados o en desarrollo [1,2]. servicios asociados con el uso de prótesis dentales, la aparición de infecciones causada por especies de hongos, particularmente Candida
, es común y sobre todo en individuos con mala salud en general y la inmunosupresión [3]. Estas infecciones se llaman estomatitis dental y pueden ser identificados clínicamente en base a los diferentes grados de eritema presentes en la mucosa subyacente a la base de prótesis parciales o totales. Entre los factores etiológicos más comunes, son: una mala higiene bucal; prótesis dentales mal ajustados; sistema inmunológico debilitado; el uso indiscriminado de antibióticos; y la proliferación de Candida
spp. [4].
Uno de los principales factores que contribuyen a la colonización de Candida spp
. reside en su capacidad de adaptación a una variedad de "hábitats" de crecimiento a través de la formación de las comunidades microbianas unidos a una matriz de polisacáridos extracelulares, incluyendo proteínas salivales. Candida
puede colonizar rápidamente en la base de la resina acrílica, proporcionando una mayor estabilidad para la infección por hongos en el huésped [5].
Infecciones por hongos de la cavidad oral causada por Candida
spp. son superficiales, se ha recomendado el uso tópico de nistatina y miconazol. En caso de no respuesta positiva a estos agentes terapéuticos, otras sustancias tales como fluconazol y ketoconazol se pueden prescribir para uso sistémico [6,7]. Sin embargo, el uso indiscriminado de los resultados de agentes antifúngicos convencionales en la selección de cepas resistentes, especialmente en pacientes inmunodeprimidos y en aquellos con enfermedades sistémicas graves [8]. Este hecho justifica el desarrollo de nuevas terapias para el uso en la práctica clínica diaria [9]. También debe mencionarse que muchos Candida
spp. son capaces de penetrar la resina acrílica utilizada en la fabricación de dispositivos protésicos a profundidades que van de 1 a 2 micras [10], subrayando así la necesidad de un producto que permite la eliminación de la biopelícula sin dañar las propiedades mecánicas de la resina. Vale la pena señalar que entre las propiedades requeridas de los materiales utilizados en la fabricación de prótesis, los relacionados con la rugosidad, la tensión superficial, las interacciones electrostáticas y la dureza son de importancia clínica, ya que pueden influir en la acumulación de biofilm y cambio de color. rugosidad de la superficie hace que la adherencia y retención de C. albicans
, que es de particular importancia para la aparición de la estomatitis [11].
En este contexto, se planteó la hipótesis de que el vinagre de alcohol puede controlar y prevenir la estomatitis protésica debido a su acción desinfectante en la resina acrílica utilizada en la fabricación de prótesis dentales. Un potencial de hidrógeno bajo que lleva a la difusión de ácido acético y su posible interacción con las enzimas que participan en la formación de ergosterol, un componente principal de las membranas plasmáticas de hongos, puede explicar la actividad antimicrobiana conocida de vinagre de alcohol, especialmente anti-Candida
propiedades. Además, tiene bajo costo y fácil acceso [12,13]. Este estudio tuvo como objetivo evaluar los efectos in vitro
en antifúngicos en vinagre de alcohol en Candida spp.
, Y para verificar su efecto sobre las propiedades físicas de la resina acrílica como a la rugosidad y el cambio de color de la superficie.
Métodos
marca vinagre alcohol Minhoto® lote L281D (Ind. Reunidas Raymundo da Fonte SA, Paulista, PE, Brasil) fue utilizado como el producto de prueba, que contiene ácido acético al 4% (0,04 g /ml) en su composición. El producto se ensayó para la concentración mínima inhibitoria (CMI), la concentración mínima fungicida (MFC), la cinética de crecimiento microbiano, la inhibición de Candida spp
. adhesión a la superficie de resina acrílica, y efectos sobre la rugosidad de la superficie y los parámetros de color. Nistatina (Sigma - Aldrich Brasil, Sao Paulo, SP, Brasil) fue utilizado como control positivo. Durante las pruebas, también se realizaron controles para viabilidad de la levadura
Se utilizaron las siguientes cepas:. Candida albicans ATCC 76485
, Candida albicans
LM 21, Candida albicans
MI03, Candida albicans
LM 615, Candida albicans
LM 13, Candida tropicalis
, ATCC 13803, Candida tropicalis
LM 33 y Candida tropicalis
LM 70. Las colonias se suspendieron en 5 ml de solución salina estéril, 0,145 mol /L ( 0,85% de NaCl). La suspensión resultante se colocó en un mezclador de vórtice (Phoenix ®) durante 15 segundos, y la densidad celular se ajustó usando un espectrofotómetro a 0,5 escala McFarland a una longitud de onda de 530 nm.
Actividad antimicrobiana (MIC y MFC)
MIC se determinó por la técnica de microdilución usando microplacas de 96 pocillos [14]. Un total de 100 l de 2 veces concentrado Sabourand caldo de dextrosa (SDB) (Difco Laboratories, Detroit, Mich., EE.UU.) se distribuye en cada pocillo, seguido de 100 l de sustancia de ensayo (vinagre alcohol o nistatina a concentraciones iniciales de 40 000 g /ml y 100 mg /ml, respectivamente). Una parte alícuota de 100 l se recogió de la primera bien y luego dispensada en la siguiente, a fin de proceder con una dilución en serie de 2 veces. Aproximadamente 10 l de inóculo se dispensaron en cada pocillo. Los ensayos se realizaron por triplicado y las placas se incubaron a 35 ° C durante 48 horas. MIC se consideró como la concentración más baja capaz de inhibir el crecimiento visible de las cepas. Con el fin de confirmar la presencia de microorganismos viables o no viables, 10 l de colorante TTC (2,3,5 trifenil cloruro de tetrazolio) se utilizó, que refleja la actividad de las enzimas deshidrogenasa que intervienen en la respiración celular, la tinción de muestras vivos en [rojo ,,,0],15]. Después de 24 horas de incubación, se realizó la lectura visual.
El MFC se determinó después de la lectura de la MIC mediante la recopilación de alícuotas de 10 l de los subcultivos correspondientes a MIC, MICx2 y MICX4 y mezclándolos a 100 l de SDB en 96 pocillos microplacas. Después de la incubación durante 24 horas a 35 ° C, se realizó la lectura visual, teniendo en cuenta la formación de grupos de células en la parte inferior de los pocillos [14]. Para una mejor claridad de los resultados, se añadieron 10 l de TTC, y MFC se caracterizó como la concentración más baja del producto de ensayo capaces de inhibir el crecimiento de las cepas [14].
Cinética de crecimiento microbiano
C. albicans
LM 615 fue seleccionado para presentar el mejor crecimiento microbiano, mientras que la obtención de MIC y MFC. Para el ensayo, se inocularon 0,5 ml de la suspensión de levadura en 4,5 ml de SDB con la sustancia de ensayo (vinagre alcohol o nistatina) en concentraciones ajustadas a MIC, MICx2 y MICX4. A intervalos de tiempo correspondientes a 0 (t0), 30 (T1), 60 (T2), 120 (T3) y 180 minutos (T4), 10 ml de alícuotas se obtuvieron de la suspensión y se hicieron crecer en Sabourand Dextrosa Agar (SDA) (Difco Laboratories, Detroit, Mich., EE.UU.) placas. Después de incubación a 35 ° C durante 24 h, se contó el número de unidades formadoras de colonias (CFU). Los resultados se presentan como curvas de muerte microbianas.
Preparación de las muestras de resina acrílica
el fin de verificar la inhibición de la adhesión de hongos de la resina acrílica, así como los cambios en la rugosidad de la superficie y color, 78 especímenes circulares eran de resina acrílica auto-polimerizado (Vip de flash ®, Vipi Dental Products, Pirassununga, Sao Paulo, Brasil), el tamaño de 12 mm de diámetro y 7 mm de espesor. Las muestras fueron sometidas a terminar con la amoladora de tungsteno (1508 Edenta AG, Haupistrasse, Suiza), y pulir con papel de lija de carburo de silicio de diferentes tamaños de grano (220, 330, 600 y 1200) y se sintieron discos incrustados en piedra pómez pasta /agua destilada, seguido enjuagando y esterilización.
inhibición de la adhesión de hongos de la superficie de resina acrílica
Dieciocho muestras se colocaron en tubos de ensayo que contienen 2,5 ml de SDB y 0,5 ml de suspensión de levadura (C. albicans
LM 615) en 35 ° C durante 48 h. Las muestras se dividieron aleatoriamente en tres grupos: GI (n = 6) - Control negativo (sin sustancia antifúngica, asegurando C. albicans
adhesión a la resina acrílica), GII (n = 6) - vinagre de alcohol y GIII (n = 6) -. nistatina
cantidades suficientes de vinagre de alcohol o solución de nistatina fueron añadidas en los tubos que contienen la suspensión SDB /levadura en grupos GII y GIII, lo que resulta en concentraciones finales correspondientes a MIC, MICx2 y MICX4. Después del período de incubación, las muestras se enjuagaron y se colocaron en tubos que contenían 5 ml de solución salina (0,85% de NaCl) y se agitó durante 60 s. A continuación, 10 l de solución que se cultivaron en placas de SDA, que se incubaron a 35 ° C durante 48 h para la lectura adicional y el recuento bacteriano, por triplicado.
De prueba de los cambios en la rugosidad de la superficie y los parámetros de color de la resina acrílica
En los grupos expuestos al efecto de vinagre de alcohol, las concentraciones correspondientes a MIC (n = 6), MIC × 2 (n = 6) y MIC × 4 (n = 6) fueron utilizados. Seis muestras fueron expuestas a la nistatina y otros seis a ningún agente antifúngico. Los especímenes fueron marcados en la región media, 1 mm a la derecha y 1 mm hacia la izquierda, y sometidos a un dispositivo medidor de rugosidad (SJ -201 Mitutayo - Japón, parámetro de rugosidad Ra: 0,8 de corte
mm) para llevar a cabo la medición inicial (t = 0) en los tres puntos. La rugosidad superficial (Ra) se estableció como los valores de f medios de los tres puntos. Las muestras se sumergieron en la solución durante 30, 60, 120 y 180 minutos, se lavó con agua destilada, se secaron sobre papel absorbente y sometido a análisis rugosimetric.
Con el fin de medir los cambios de color en la resina acrílica, 30 especímenes fueron divididos aleatoriamente en tres grupos, como se mencionó anteriormente. En los grupos que corresponden a vinagre de alcohol y nistatina, las mismas concentraciones se utilizaron como antes. Las muestras fueron expuestas a los mismos intervalos de tiempo (0, 30, 60, 120 y 180 minutos). El análisis de color se determinó por medio de un dispositivo analizador de color (modelo ACR-1023, Instrutherm Instrumentos de Medição Ltda, Sao Paulo, Brasil, pantalla de cristal líquido de 59 mm x 34 mm; la geometría de medida: 45 ° /0 °, rango espectral de 400 a 700 nm, sensor de color de tres transmisores de fotos de colores rojo, verde y azul), utilizando el sistema RGB.
el análisis estadístico
datos se registraron en una base de datos GraphPad Prism 2004. se evaluó la actividad antifúngica por de dos análisis de varianza (ANOVA), seguido de post-test de Tukey, con un nivel de significación de 5%. Para evaluar los cambios causados por el vinagre de alcohol en la rugosidad de la superficie y el color de la resina acrílica, se utilizaron. Kruskal-Wallis y después de la prueba de Dunn
Resultados Empresas El MIC y MFC resultados de alcohol que contienen vinagre de 0,04 g /ml de ácido acético, y nistatina (control positivo) se muestran en la Tabla 1. se encontró que todas las cepas ensayadas a ser sensibles a la acción de vinagre de alcohol, con el MIC 75% igual a 2,500 g /ml. C. tropicalis ATCC 13803
y C. tropicalis
LM 33 fueron aún más sensibles a vinagre de alcohol, que muestra MIC de 1250 g ml. Sin embargo, estas cepas (25%) requieren concentraciones más altas de producto de ensayo para establecer la actividad fungicida, con el valor de MFC de 10 mg /ml. Las otras cepas (62,5%) mostraron valores de MFC igual a 2,500 g /ml, la misma que la MIC. En cuanto a la nistatina, todas las cepas fueron inhibidas a una concentración de 3,12 g /ml, que se utilizó como control en el otro tests.Table 1 MIC y los resultados de MFC de vinagre de alcohol y nistatina en especies de Candida
vinagre Alcohol
nistatina
cepas
MIC (mg /ml) guía empresas MFC (mg /ml) guía empresas MIC (mg /ml) guía empresas MFC (mg /ml)
C. albicans
LM 21
2500
2500
3.12
6,25
C. albicans
MI03
2500
2500
3.12
12,5
C. albicans
LM 615
2500
5000
3.12
12.5
C. albicans
LM 13
2500
2500
3.12
3.12
C. albicans ATCC 76485
2500
2500
3.12
6,25
C. tropicalis ATCC 13803
1500
10000
3.12
12,5
C. tropicalis
LM 33
1500
10000
3.12
3.12
C. tropicalis
LM 708
2500
2500
3.12
3.12
Figura 1 muestra las curvas de muerte microbianas en presencia de vinagre de alcohol en concentraciones correspondientes a MIC, MIC × 2 y MIC × 4 como una función del tiempo. Se observó que para las concentraciones primera mencionados, no había actividad fungistática de 0 a 180 minutos. Sin embargo, para MIC × 4, se detectó actividad fungistática del producto de prueba de 0 a 120 minutos, seguido por efectos fungicidas. El control positivo (nistatina) en el MIC, MIC × 2 y 4 × MIC mostraron efectos fungistáticos en todos los intervalos de tiempo. se observó la Figura 1 curva Microbial muerte frente al tiempo para el vinagre de alcohol en el MIC, MIC × 2 y MIC × 4 concentraciones
diferencia estadísticamente significativa entre el efecto de vinagre de alcohol y nistatina (p & lt; 0,05)., y también en relación con el control negativo, representada por la ausencia de agente antifúngico. Esta inferencia puede ser verificada en la Figura 2, particularmente en los tiempos de 120 a 180 minutos, notablemente el inicio de la actividad fungicida de vinagre de alcohol. Figura 2 la muerte microbiana frente
curva de tiempo, que muestra la relación entre el vinagre de alcohol (ácido acético) y nistatina, utilizado en el MIC × 4, y el control (ausencia de sustancia antifúngica) (2 - ANOVA de un factor, p & lt; 0,0001, Turquía , p. & lt; 0,05): perfil Figura 3 muestra los datos sobre la eficacia de vinagre de alcohol en la inhibición de la adhesión de C. albicans
LM 615 para especímenes de resina acrílica, lo que evidencia la acción del ácido acético y nistatina (p & lt; 0,05). El primero fue capaz de reducir la adhesión microbiana en el MIC y MIC × 2, y completamente evitar que en contando después de la acción de vinagre de alcohol, nistatina y control (ausencia de sustancia antifúngica) MIC × 4. La Figura 3 Prueba de adhesión y CFU.
la rugosidad superficial (Ra) de análisis no mostró ningún cambio significativo (mayor que 0,2 m) para las muestras expuestas a vinagre de alcohol (Tabla 2) .Tabla 2 la rugosidad superficial (Ra) en micras de las muestras sometidas a la acción de vinagre de alcohol con el tiempo
Tiempo (min) guía empresas alcohol vinagre
nistatina
control
MIC MIC
× 2
MIC × 4
0
0.16
0.14
0.11
0.11
0.09
30
0.17
0.13
0.12
0.77
0.11
60
0.16
0.15
0.12
1.1
0.11
120
0.15
0.14
0.16
1.2
0.09
180
0.16
0.13
0.16
1.2
0.1
No se observó ninguna diferencia significativa entre los grupos (p & gt; 0,05 - Kruskal Wallis Test).
con respecto a los posibles cambios en el color, los resultados indicaron que el vinagre de alcohol no afectó el color de las muestras expuestas a intervalos de tiempo de 0 a 180 minutos a diferentes concentraciones, como se ve en la Tabla 3 3.Table color (valores expresados en la escala RGB) de las muestras después de la exposición a la acción de vinagre de alcohol
tiempo de exposición (min) guía empresas nistatina
0
60
120
180
alcohol vinagre MIC
2 2 4 1 6 9 (a) 1 4 4 gratis (a) gratis (a) gratis (a)
vinagre de alcohol MIC x página 2 gratis (a) gratis (a) gratis (a) gratis (a)
alcohol MIC vinagre x4
(a)
(a)
(a)
(a)
Nystatin
(a)
(a)
(a)
(a)
Control
(a)
(a)
(a)
(a)
(A) representa valores idénticos.
Discusión
Los resultados de nuestro estudio indican que el vinagre de alcohol tiene efectos fungistáticos y fungicidas en las cepas probadas de Candida
. Estudios previos ya han comprobado la actividad antifúngica de los vinagres [16], aunque los valores de MIC y MFC no se expresan de acuerdo con la técnica de microdilución, que es un bajo costo y un método rápido que proporciona resultados reproducibles y requiere pequeñas cantidades de suspensión y cultivo microbiano medios de comunicación [14,17,18].
el mecanismo de acción del ácido acético, el principal componente de vinagre de alcohol, probablemente está relacionada con un potencial de hidrógeno reducido, facilitando así la difusión del ácido través de la membrana plasmática de las células fúngicas [ ,,,0],18]. La literatura también ha informado de un efecto inhibidor de ácido acético en 14α-lanosterol-desmetilasa, una enzima importante implicada en la formación de ergosterol, que es esencial para mantener la integridad de la membrana plasmática de hongos [19,20]. En cuanto a la nistatina
, los valores de MIC y MFC obtenidos para todas las cepas probadas fueron de acuerdo con la literatura [21]. La nistatina se eligió como control ya que es un antifúngico estándar ampliamente utilizado para el tratamiento tópico de infecciones fúngicas en la cavidad oral [22]. Su mecanismo de acción está relacionado con la inhibición de las enzimas que participan en la formación de ergosterol y, por consiguiente, la permeabilidad de la membrana celular [23].
Cinética de crecimiento microbiano es una variable importante para evaluar la fungistático o fungicida de una sustancia particular , así como para determinar la influencia del tiempo de exposición en el proceso de muerte celular [24]. La cinética microbiana de vinagre de alcohol mostraron una actividad fungistática en el MIC y MICx2 para el intervalo de tiempo entre 0 y 120 minutos, ya partir de ese momento, no había actividad fungicida en MICX4 (10 mg ml). Actividad fungicida se considera como tal cuando el producto es capaz de reducir tres unidades logarítmicas en base 10, y cuando estos cambios son consistentes con el comportamiento fungistático.
Reconocido como un proceso dinámico utilizado para evaluar nuevos agentes antimicrobianos, la muerte microbiana frente curva de tiempo, no ha sido mencionado en anteriores estudios con el alcohol vinagre [25], lo que dificulta la estandarización de los resultados y la comparación entre ellos. Estos estudios han demostrado tiempos de acción que parecen haber sido adoptada al azar, que van desde 10 minutos hasta ocho horas, sin referencia metodológico basado en la cinética microbiana [17,26]. Y usados como un antifúngico habitual, nistatina también se ensayó para determinar la muerte microbiana frente a la curva de tiempo
. Estudios anteriores han demostrado actividad fungistática de nistatina [23,27], lo que corrobora los resultados del presente estudio, aunque la actividad fungicida puede ser visto en concentraciones más altas.
Durante la selección de un agente desinfectante, se debe evaluar su compatibilidad con orales tejidos, así como con los materiales que componen la base de prótesis dentales [28]. La adhesión de Candida
spp. a la superficie de la resina acrílica es generalmente el primer paso en la colonización de los tejidos que entran en contacto con la prótesis removible, y tiende a formar un biofilm a menudo resistentes a la terapia antimicótica convencional [29]. C. albicans
especies se describen como los que tienen una mayor capacidad de adherirse a células de la mucosa oral y a la superficie de la resina acrílica [30], que es la razón por C. albicans
fue la especie para determinar MIC y MFC seleccionados . Estudios anteriores han demostrado que una solución de vinagre de alcohol sin diluir fue capaz de inhibir la adhesión de microorganismos, incluyendo C. albicans,
a resina acrílica [31], que también se observó en este estudio. Sin embargo, otras investigaciones han demostrado que el vinagre de alcohol no fue capaz de inhibir la adhesión de células de C. albicans
a resina acrílica [32].
No hay cambios significativos se observaron en la rugosidad de la superficie media del material, lo que confirma anterior hallazgos [31,33]. Los cambios en la rugosidad superficial identificados después de la exposición a diferentes concentraciones de vinagre de alcohol no superan el valor umbral de 0,2 m, por encima del cual se espera que la influencia de la rugosidad de la superficie sobre la adhesión de microorganismos, ya que las irregularidades superficiales sirven como un nicho microbiológica, la protección de agentes infecciosos de la acción mecánica del cepillado de los dientes [34].
Este estudio no mostró cambios de color en la resina acrílica después de un período de 180 minutos de exposición a vinagre de alcohol y nistatina, lo que confirma los resultados previos [35]. El color original de una resina puede ser alterado por la ingestión de grandes cantidades de colorantes, la absorción de líquido y la inmersión en soluciones desinfectantes que influyen en la rugosidad de la superficie, dañando la estética del material [36]. Un estudio utilizando vinagres mostró cambio de color en resina acrílica después de un intervalo de 12 a 30 días de inmersión [31]. Incluso teniendo en cuenta la importancia de conocer el efecto de la exposición prolongada de resina acrílica a la acción de los desinfectantes, se deben utilizar tiempos más cortos como los utilizados en el presente estudio, ya que simulan el tiempo en el que los dispositivos protésicos están fuera de la cavidad oral. Estudios previos han evaluado el efecto de las soluciones desinfectantes sobre las propiedades físicas de la resina acrílica. El etanol, en concentraciones variables, puede producir efectos en la rugosidad y color [33]. La rugosidad de la superficie de la resina acrílica fue mayor con el uso de perborato de sodio 3,8% e inferior con 2% de gluconato de clorhexidina [31].
Los resultados de esta prueba mostró evidencia científica sobre el efecto antimicótico significativo de vinagre de alcohol contra Candida
especies, así como la ausencia de influencia negativa en la resina acrílica. Estos resultados apoyan la posibilidad de utilizar el producto, que debe ir a través de más estudios de laboratorio que investigan sus efectos sobre la formación de biopelículas de múltiples especies, microdureza de resina acrílica; los ensayos clínicos también deben considerarse para determinar la seguridad, tolerabilidad y eficacia clínica de esta sustancia.
Conclusión
vinagre de alcohol mostró vitro
actividad en contra Candida
cepas involucradas con estomatitis protésica, con acción fungicida después 120 minutos de exposición a una concentración de 10 mg /ml. También fue capaz de prevenir la adhesión de C. albicans
a resina acrílica y no causó cambios en la rugosidad de la superficie y el color de la resina acrílica después de dos horas de exposición.
Declaraciones
Agradecimientos
agradecemos al Programa de postgrado de Odontología de la Universidad Federal de Paraíba, por el apoyo financiero para esta investigación.
Conflicto de intereses
los autores declaran que no tienen intereses en competencia.
contribuciones de los autores
RDC concebido del estudio, y participó en su diseño y la coordinación y la ayudó a redactar el manuscrito. ACLGM llevó a cabo el ensayo microbiológico y la prueba de la alteración superficial de la resina acrílica. EOL participado en el diseño del estudio y la coordinación y la ayudó a llevado a cabo el ensayo microbiológico. AUDB participado en el diseño del estudio y realizó el análisis estadístico. JAO participó en la preparación de los especímenes en resina acrílica y ayudó a redactar el manuscrito. ALC llevó a cabo la prueba de cambio de color en las muestras de resina acrílica. Todos los autores leído y aprobado el manuscrito final.
