Resumen Antecedentes
Con la creciente demanda de implantes de titanio osteointegrados para reemplazar los dientes perdidos, a menudo en los pacientes con antecedentes de periodontitis, infecciones relacionadas con el implante se han convertido en un tema de creciente preocupación. Se necesitan urgentemente nuevos métodos para el tratamiento y la prevención de las infecciones por implantes asociado. El objetivo de este estudio fue investigar si diferentes propiedades de pH, atmósfera y la superficie podrían restringir la adhesión bacteriana a superficies de titanio usados en implantes dentales.
Métodos
discos de titanio con superficie mecanizada o anodizado (TiUnite ™) se incubaron con una co-cultivo de Streptococcus mitis
y Actinomyces oris
(primeros colonizadores de superficies orales) a pH 5,0, 7,0 y 9,0 en atmósfera aeróbica o anaeróbica. La adhesión se analizó contando las unidades formadoras de colonias (UFC) en agar y por microscopía confocal de barrido láser (CLSM).
Resultados
El análisis CFU mostraron que se encontró un pH de 5,0 a disminuir de manera significativa la adhesión de S. mitis, España y un ambiente aeróbico, la adherencia de A. oris
. S. mitis
se encontró en significativamente menos cantidades en la superficie anodizada de la superficie mecanizada, mientras que A. oris
se encontró en cantidades iguales en ambas superficies. El análisis de CLSM confirmó los resultados de la UFC cuentan y proporcionó información adicional sobre cómo las dos especies comensales orales adheridas a las superficies:. Principalmente en grupos dispersos orientadas con las arboledas de la superficie mecanizada y los poros de la superficie anodizada
Conclusiones
La adhesión bacteriana por S. mitis
y A. oris
puede ser restringido por el pH ácido y atmósfera aerobia. La superficie anodizada reduce la adherencia de S. mitis
en comparación con la superficie mecanizada; mientras que A. oris
adhiere igualmente bien a los poros de la superficie anodizada y a las ranuras de la superficie mecanizada. Es difícil transferir estos resultados directamente en una situación clínica. Sin embargo, vale la pena investigar más estos resultados desde una perspectiva in vitro, así como clínicamente, para ganar más conocimiento del pH ácido efectos y la atmósfera aeróbica tener sobre la adhesión bacteriana inicial.
Palabras clave
Los implantes dentales adhesión bacteriana Peri enfermedad -implant microscopía confocal de barrido electrónico del laser material complementario
La versión en línea de este artículo (doi:. 10 1186 /1472-6831-13-4) contiene material complementario, que está disponible para los usuarios autorizados
. antecedentes
los avances en implantología dental durante los últimos 20 años han hecho posible proporcionar un mayor número de pacientes con implantes dentales osteointegrados con éxito. [1, 2]. Sin embargo, con el paso de tratamiento de pacientes totalmente desdentados principalmente a los pacientes que faltan uno o unos pocos dientes, a menudo debido a la periodontitis, infecciones bacterianas relacionadas con el implante se han convertido en un tema de creciente preocupación [3-5]. Las bacterias que colonizan las bolsas periodontales pueden propagarse al tejido alrededor del implante y la parte expuesta del implante, y pueden iniciar una respuesta inflamatoria en el tejido alrededor del implante [6]. Una inflamación en el tejido blando que rodea el implante puede perturbar la conexión estanca entre la mucosa y el pilar del implante. Esto permitirá a la adhesión bacteriana a la superficie lisa del pilar y, si se expone, a la superficie rugosa del implante [7, 8]. Si no se trata correctamente, la inflamación puede conducir eventualmente a la degradación del hueso del implante de soporte, lo que resulta en la pérdida del implante. Tratamiento de hoy peri-implante enfermedad a menudo incluye la limpieza mecánica a fondo de la superficie del implante y el uso de antibióticos sistémicos, sin embargo, no hay garantía de un resultado exitoso [9, 10]. México La adherencia inicial de las bacterias a implante expuesto partes estarán influenciados por las variaciones en el entorno oral. El pH y el nivel de oxígeno en la cavidad oral varían dependiendo de una serie de factores, incluyendo la ingesta de alimentos, salud oral y la ubicación en la boca, es decir, aire expuesto superficie del diente vs. el bolsillo gingival privado de oxígeno. [11]. Las bacterias orales, tales como Streptococcus mitis Opiniones y Actinomyces oris gratis (antiguamente Naeslundii
genotipo II), se encuentra normalmente en el margen expuesta al aire del surco gingival, y se lavan continuamente por la saliva con un pH neutro de 7. Sin embargo, con el aumento de la carga bacteriana del entorno local se vuelve más ácida como resultado de la producción bacteriana de ácido láctico [12]. Por otra parte, la inflamación en el tejido blando que rodea el implante, conduce a un aumento de la producción del fluido ligeramente alcalino surco gingival [13], y una profundización de la bolsa alrededor del implante [10, 14]. Con la profundización de la bolsa gingival, la saturación de oxígeno del líquido crevicular disminuye [15]. Muchos de los estudios reportados en la literatura se han centrado en el efecto de la acidificación en la que provocan la caries Streptococcus mutans
[16, 17], y en su adhesión a la hidroxiapatita, una biocerámica similar al componente mineral del hueso y de los dientes [18]. Un pH ácido de 4,5 se ha demostrado para reducir la adhesión de S. mutans
a hidroxiapatita, mientras que un pH de 6,0 se ha informado que tienen un efecto similar sobre la capacidad de A. oris
a adherirse [19] . Sin embargo, ninguna investigación extendida se ha realizado sobre el efecto de la acidificación en la adhesión bacteriana a la superficie de los implantes de titanio y pilares, ni tiene el efecto de pH alcalino en la adhesión bacteriana sido investigado a fondo, aunque muchas soluciones de irrigación antimicrobiana y geles tienen un pH alcalino [20, 21]. Además, la mayoría de las investigaciones se han realizado utilizando un monocultivo. Teniendo en cuenta la complejidad de la comunidad microbiana de la cavidad oral, el uso de dos bacterias en un cultivo conjunto podría proporcionar información adicional importante.
Con el fin de prevenir las infecciones relacionadas con el implante y mejorar las opciones de tratamiento, un mayor conocimiento sobre bacteriana adherencia a las superficies de implante, por ejemplo, la influencia de las propiedades de la superficie y las condiciones ambientales, es crucial. El objetivo de este estudio fue investigar el efecto de pH 5,0, pH 7,0 y 9,0 en combinación con atmósfera aeróbica o anaeróbica, en la adhesión bacteriana inicial de un co-cultivo de S. mitis
y A. oris
a ambas superficies de titanio mecanizados y anodizado; y analizar si las características de la superficie del implante afecta a la adherencia bacteriana inicial. S. mitis
y A. oris ¿Cuáles son los dos anaerobios facultativos que pueden sobrevivir en un ambiente aeróbico, aunque tienen un mayor potencial de crecimiento en condiciones anaeróbicas. Por tanto, nuestra hipótesis es que la adhesión bacteriana está restringido por un ambiente aeróbico y por tanto de pH ácido y alcalino. Además, mientras que las superficies ásperas generalmente facilitan la adherencia bacteriana, la superficie anodizada tiene una capa de óxido de titanio, principalmente consistente de la fase cristalina anatasa, que se sabe que tiene propiedades antimicrobianas [22, 23]. Por lo tanto, la hipótesis más que menos bacterias deben adherirse a la superficie de anodizado a la superficie de titanio mecanizado.
Métodos
discos de titanio
Discos de titanio comercialmente puro (diámetro de 15 mm), ya sea con un mecanizado o anodizado se utilizaron (TiUnite ™) superficie (véase la Figura 1). Los discos con superficie mecanizada tenía un espesor de 1,0 mm y los discos con superficie anodizada tenía un espesor de 1,7 mm. Todos los discos fueron producidos, limpian, esterilizan y se entregan en etanol por Nobel Biocare AB. La rugosidad media de la superficie (S
a) de los discos se midió a Nobel Biocare AB después de la producción, sobre un área de 88 x 76 micras por microscopía de interferencia usando el software de mapas superficie Mapview EX y un pase de alta Gaussian 50 × 50 micras filtrar. El S un valor (± desviación estándar) se encontró que era 0,48 ± 0,04 m para la superficie mecanizada y 1,26 ± 0,09 micras para la superficie anodizada, que corresponde a los valores presentados en la literatura para los implantes equivalentes [24, 25]. El S un valor se obtuvo mediante el cálculo de la media aritmética de los valores absolutos de las desviaciones de la superficie medida desde un plano medio dentro de la zona de muestreo [26]. El filtro de Gauss se aplicó con el fin de separar la rugosidad de la ondulación y la forma de la superficie [25]. El S a se midió durante al menos 2 ubicaciones por triplicado de cada superficie. Figura 1 microscopía electrónica de barrido (SEM) de imágenes de (a) y anodizado (b) de titanio superficies mecanizadas, proporcionados por Nobel Biocare AB. La superficie mecanizada es relativamente suave con orientación distinta de las irregularidades de la superficie (anisótropos) mientras que la superficie es rugosa anodizado con una estructura homogénea (isotrópico).
Preparación de inóculos
los primeros colonizadores S. mitis gratis (CCUG 27741) y A. oris gratis (CCUG 33517), derivado originalmente de la placa dental humana (Culture Collection, Universidad de Gotemburgo, Suecia), se cultivaron en placas de agar sangre de caballo. cultivos de una noche de las dos bacterias se incubaron por separado durante 19 horas en infusión (BHI) medio de cerebro y corazón, 37 gl -1 (Difco Laboratories, Detroit, Michigan, EE.UU.) suplementado con glucosa, 10 gl -1, clorhidrato de cisteína, 0,5 gl -1 (VWR International, Estocolmo, Suecia), extracto de levadura, 5 gl -1 (Difco Laboratories, Detroit, Michigan, EE.UU.) y suero de caballo inactivado 1% (Fisher Scientific, Göteborg , Suecia). El 50/50 de co-cultivo (10 6 UFC ml -1) de S. mitis
y A. oris
, en el nuevo caldo BHI suplementado, se preparó directamente antes de su uso. Las placas de agar y cultivos de la noche se incubaron en un recipiente anaeróbico a 37 ° C con CO 2Gen (Oxoid, Malmö, Suecia) para crear una atmósfera rica en dióxido de carbono (CO 2, 6%) y pobre en oxígeno (O 2, 15%). El suero y proteínas adicionales cuando añade al medio de imitar el líquido crevicular gingival y para formar una capa de proteínas en las superficies de titanio, al igual que la película formada sobre las superficies orales duros.
Duración de la fase lag bacteriana y la adhesión inicial Francia El duración de la fase lag (LPD) de S. mitis
y A. oris, España en mono y co-cultivo, se midió. Las bacterias se cultivaron en caldo BHI suplementado, pH 7,0, a 37 ° C en una atmósfera modificada (CO 2, 6%; O 2 15%) como se describe anteriormente. Siete muestras fueron retiradas a intervalos durante un período de 4 horas de incubación. Las muestras se diluyeron según sea apropiado y se extendieron en placas de agar para la unidad formadora de colonias de conteo (CFU), después de incubación a 37 ° C en un frasco anaeróbico durante dos días, como se describe anteriormente. La LPD se determinó ajustando el modelo de Baranyi y Roberts [27] para las curvas de crecimiento mediante el software gratuito MicroFit 1.0 (Institute of Food Research, Norwich, Reino Unido). México La adhesión inicial de S. mitis y A
. oris, España en mono y co-cultivo, después de 2,0 horas de incubación a pH 7,0 en atmósfera modificada (cO 2, 6%; O 2 15%) se midió. discos de titanio de etanol-esterilizado con superficie mecanizada y anodizado se colocaron en una placa de microtitulación de 12 pocillos y se incubaron en 2,0 ml de caldo BHI suplementado (pH 7) inoculado con las dos bacterias a una concentración de 10 6 CFU ml -1 de cada bacteria, en solo, así como en el co-cultivo. La incubación se realizó en un agitador orbital (80 revoluciones por minuto, rpm) a 37 ° C. Las mediciones se repitieron dos veces. Las condiciones de incubación
para la adhesión bacteriana
caldo BHI suplementado con un pH de 5.0, 7.0 o 9.0 se inoculó con S. mitis
y A. oris
a una concentración de 10 6 UFC ml -1 de cada bacteria. discos de titanio mecanizado y anodizado se colocaron en una placa de microtitulación de 12 pocillos como se describe anteriormente, cubierto por 2,0 ml del caldo de BHI inoculado de diferente pH y se incubaron en atmósfera aeróbica o anaeróbica. La incubación se llevó a cabo a 37 ° C en un agitador orbital (80 rpm) durante 2,0 horas. Los experimentos con todas las combinaciones de pH, atmósfera y la superficie se llevaron a cabo al menos seis veces, en ocasiones separadas.
Los valores de pH (5,0 y 9,0) fueron elegidos para representar las fluctuaciones en el pH del medio ambiente que se producen en la boca dependiendo en la localización en la placa dental, la ingesta de alimentos y la salud oral. Por consiguiente, el pH de la saliva rangos enteros 6,75-7,25 [28], y pH 7,0 se utilizó como referencia. El pH del caldo BHI suplementado se ajustó con HCl o NaOH antes de la esterilización (a 121 ° C durante 15 minutos) y también analizó después de la esterilización para detectar si se había producido ninguna desviación del valor especificado. Cuando se almacena aeróbicamente durante un mínimo de 24 horas a 5 ° C, el caldo de BHI suplementado, alcanzó una saturación de oxígeno disuelto de aproximadamente 80%, que se utiliza para representar el entorno aeróbico del margen gingival. El ambiente pobre en oxígeno en el surco gingival y la placa madura se simuló lavando el caldo con nitrógeno durante dos minutos, directamente antes de su uso, para reducir la saturación de oxígeno en el caldo del 80% al 20%. La incubación se realizó en una bolsa sellada licuadora (VWR International, Estocolmo, Suecia) equipado con una membrana a través de la que se extrajo el aire con una jeringa y se reemplazó con nitrógeno. Esto se hizo con el fin de evitar la saturación de oxígeno en el caldo a aumentar durante la medida del experimento. La saturación de oxígeno del caldo de BHI se midió a temperatura ambiente con un medidor de oxígeno (Oxi 340i) equipado con un electrodo de gas de oxígeno (CellOx 325) (ambos de WTW, Weilheim, Alemania) en tres ocasiones diferentes, antes del experimento. Se encontró que la saturación de oxígeno del caldo BHI se reduzca hasta el 20% después de 1 minuto de flujos de nitrógeno y no se redujo aún más, aunque enrojecida durante un máximo de 20 minutos. Por lo tanto, se eligió un tiempo de 2 minutos para los experimentos.
Enumeración de bacterias adheridas
Después de la incubación, cada disco de titanio se enjuagó en agua destilada estéril durante 10 segundos para eliminar las bacterias no adheridas. A continuación, el disco se colocó en una bolsa de plástico licuadora (VWR International, Estocolmo, Suecia) con 42 ml de agua de peptona tamponada estéril (0,85% de NaCl y 1% de peptona) (Difco Laboratories, Becton Dickinson, Estocolmo, Suecia) y se procesa en un Stomacher como se describe por Gagnon y Slawson [29] con 500 golpes por minuto durante 60 segundos, a fin de eliminar mecánicamente las bacterias adheridas a partir del disco de titanio.
la solución de agua de peptona que contiene las bacterias desprendidas se diluyó 1:10, repartidas en placas de agar sangre y se incubaron como se describe anteriormente para CFU contando. Las colonias formadas por las dos bacterias difieren en colonias de morfología, y con respecto al tamaño, color y forma que permite la CFU de las dos bacterias que se cuentan por separado. La cantidad total de bacterias en los discos después de 2,0 horas de incubación se pudo calcular contando el CFU en agar y se divide por el área de los discos expuestos a la bacteria. Desde el disco se colocó en el fondo de un pocillo de microtitulación, se encontró que sólo un número muy pequeño de bacterias de adherirse a la parte inferior del disco (datos de análisis de microscopía que no se muestra en proporción a la del lado superior y bordes. Sobre esta base, la bacterias que se adhirieron a la del lado inferior se considera que no afectan la comparación global, y sólo la superficie superior y el lado del disco se incluyeron en el cálculo de la zona. Aunque, la superficie anodizada se ha sugerido que tienen un área de 95% más grande de una superficie plana ideales, [24], se consideran de mayor relevancia clínica para calcular el área a nivel mm, no tomando en cuenta el aumento de la superficie a nivel de micras de la superficie anodizada debido a la superficie estructurada.
técnicas de microscopía
discos de titanio se incubaron con el co-cultivo de bacterias como se describe anteriormente, se tiñeron con 10 l LIVE /DEAD® (1% en agua destilada estéril) (Molecular Probes, Estocolmo, Suecia) y se incubaron en la oscuridad durante 20 minutos. La adherencia bacteriana se analizaron mediante microscopía confocal de barrido láser (CLSM) con un microscopio invertido (Leica DM IRE2, Leica Microsystems, Manheim, Alemania) equipado con un objetivo de inmersión de glicerol con una ampliación de 63 veces y una apertura numérica de 1,3. Los fluorocromos que indican células vivas y muertas fueron excitadas por la luz 488 y 594 nm, respectivamente. Se recogió la luz emitida en la longitud de onda oscila desde 500 hasta 554 y 620 a 660 nm, la antigua (verde) que indica las células viables y los segundos (rojo) las células no viables. S. mitis
y A. oris
podían separarse visualmente por su diferencia en por células y colonias de morfología (cocos y cadenas V.S. varilla y grupos, respectivamente). Las muestras se prepararon y analizaron por duplicado en dos ocasiones separadas. La resolución de todas las imágenes era de 0,12 m por píxel. México La cantidad de bacterias adheridas en el lado inferior de los discos de titanio después de 2,0 horas de incubación se analizaron por tinción de las superficies con LIVE /DEAD® como se describe anteriormente y la formación de imágenes les con un microscopio de fluorescencia (Axioskop, Carl Zeiss, Oberkochen, Alemania). Las superficies fueron imágenes después stomaching (1 min) para asegurarse de que las bacterias adheridas se eliminan de manera satisfactoria. Este examen se realizó en duplicados de cada superficie, se incubó a pH 5,0 y el otro a un pH de 7,0, a 37 ° C y en atmósfera modificada (CO 2, 6%; O 2 15%).
análisis estadístico
prueba de la igualdad de las varianzas de error de Levene se utilizó para establecer que el logaritmo (en base 10) del número de bacterias adheridas a los discos de titanio mecanizado y anodizado (log CFU mm -2) tenía una homogénea diferencia. Como esto ha demostrado ser el caso, de tres vías análisis de varianza (ANOVA) se podría realizar para analizar estadísticamente el efecto de pH 5,0 y 9,0 en comparación con pH 7,0 combinada con el ambiente aeróbico o anaeróbico en la adherencia de S. mitis
y A. oris Hoteles en co-cultivo de superficies de titanio mecanizado y anodizado. Los efectos de superficie, el pH y la atmósfera sobre el número de adheridos S. mitis
y A. oris gratis (log ufc mm -1), en co-cultivo, se analizaron. se utilizó la prueba t de Dunett para comparar el efecto de pH 5,0 y 9,0 frente a pH 7,0. Como los otros factores (atmósfera y la superficie) sólo tenían dos niveles, no era necesaria una prueba post hoc. Todos los análisis se realizó en SPSS versión 17.0 y el criterio de significación estadística se estableció a = 0,05 (es decir, las comparaciones que presten un valor de p menor que 0,05 se considera que son de significación estadística). Se encontró que los factores investigados para influir en la adherencia de S. mitis
y A. oris manera distinta. Sin embargo, ya que las bacterias estaban en un co-cultivo, no podían ser considerados como independientes unos de otros, y no se realizó un análisis estadístico de la diferencia entre las dos bacterias.
Resultados
duración de la fase lag y bacteriana adhesión
La duración de la fase lag de A. oris
se encontró que era de 2,4 horas en ambos mono y co-cultivo (datos no mostrados). La LPD de S. mitis
se encontró que era de 3,0 horas en monocultivo y 2,8 horas en co-cultivo. Después de 3-3,5 horas, coincidiendo con la fase logarítmica de S. mitis
, se encontró que la fase de latencia de A. oris
en co-cultivo ser molestado, con una disminución en el número de células viables como una resultado. Dado que el objetivo del estudio fue investigar la adhesión inicial de bacterias y no el crecimiento en la superficie o la competencia entre las dos bacterias en co-cultivo, un tiempo de incubación de 2,0 horas fue elegido para los experimentos.
La adhesión de S. mitis
y A. oris, España, en co-cultivo, se incubaron durante 2,0 horas en condiciones óptimas (pH 7,0, 37 ° C, CO 2: 6%, O 2: 15 %) fue medido. Se encontró S. mitis
a adherirse a las superficies de titanio mecanizado y anodizado en cantidades de 2,3 ± 0,14 y 2,0 ± 0,039 log UFC mm -2, y A. oris Hoteles en cantidades de 1,9 ± 0,55 y 1,8 ± 0,26 log UFC mm -2, respectivamente. Dado que se encontró 2,0 horas de incubación a ser suficiente para la adhesión bacteriana, los continuos experimentos se realizaron con el mismo tiempo de incubación, aunque a diferentes pH y la atmósfera.
Efectos de los factores ambientales sobre la adhesión bacteriana Francia El pH ácido de 5.0 fue encontrado para reducir la adhesión de S. mitis
a superficies de titanio en un 50% en comparación con pH 7,0 (véase la figura 2), mientras que el pH no tuvo efecto sobre la adherencia de A. oris
. Además, se encontró que la adhesión de las bacterias a ser afectada por la incubación a pH 9,0 en comparación con pH 7,0. Figura 2 Efectos del pH del medio ambiente (5,0, 7,0 y 9,0) y condiciones aeróbicas o anaeróbicas en la adherencia de S. mitis y A. oris en co-cultivo después de una incubación de 2,0 horas '. Estadísticamente significativo menos adherido S. mitis
se encontró después de incubación a pH 5,0 a pH 7,0 y de A. oris
después de incubación a ambiente aeróbico en comparación con el medio ambiente anaeróbico.
Figura 2b muestra que la cantidad de A. oris
adherido a las dos superficies de titanio resultaron ser significativamente mayor después de la incubación en un ambiente anaeróbico que en un ambiente aeróbico. La adhesión de S. mitis, España, por otra parte, se encontró que era afectada por la atmósfera aeróbica, y se encontró en cantidades iguales después de la incubación, tanto en entornos anaerobios y aerobios. La cantidad de S. mitis
ha encontrado en la superficie anodizado era la mitad de la que se encuentra en la superficie mecanizada (véase la figura 3), que fue de significación estadística. se encontró A. oris
a adherirse en cantidades iguales en ambas superficies. Los números exactos de la adhesión como afectada por los factores principales se presentan en la Tabla 1. La Figura 3 Efecto de propiedades de la superficie sobre la adhesión de S. mitis y A. oris en co-cultivo al titanio después de 2,0 horas de incubación. Estadísticamente significativo menos adherido S. mitis
se encuentra en la superficie anodizada de la superficie de titanio mecanizado.
Tabla 1 El número medio de bacterias adheridas (log UFC por mm 2 ± SEM) para el disco de titanio, como afectados por superficie, el pH y la atmósfera, se presentan para cada una de S. mitis y A. oris
superficie
pH
ambiente
bacterias
mecanizada Ti
anodizado Ti
5.0
7,0
9,0
anaeróbico
aeróbico
S. mitis
1,55 ± 0,12
0,81 ± 0,07
0,68 ± 0,08
1,39 ± 0,14
1,47 ± 0,13
1,22 ± 0,11
1,14 ± 0,12
p
0,001 * 0,001
*
0,483
A. oris
1,67 ± 0,07 1,81 ±
0,05
1,64 ± 0,08
1,76 ± 0,08 1,84 ±
0,052
1,90 ± 0,05
1,59 ± 0,06
p
0.065
1.106 0.001 *
los discos se incubaron con las bacterias en co-cultivo embargo CFU para los dos bacterias están separadas por sus diferencias en la morfología de la colonia. El número de UFC tan afectada por la superficie, el pH y la atmósfera se analizaron con ANOVA y los resultados de los principales factores que se presentan en esta tabla. El p-valores que indican diferencias significativas están marcados con *.
Además, se encontraron importantes (y estadísticamente significativo) efecto de la interacción entre el pH y la superficie. La adhesión de S. mitis, España en co-cultivo con A. oris
, se reduce en ambas superficies después de incubación a pH 5,0 en comparación con la incubación a pH 7,0. Esta reducción es estadísticamente más significativo para la adhesión a titanio mecanizado de titanio anodizado, que tenía una baja adhesión de S. mitis
también a pH 7, como se muestra en la Figura 4a. Además, se encontró un efecto límite para la interacción entre la atmósfera y la superficie como se muestra en la Figura 4b. La ya baja cantidad de S. mitis
ha encontrado en la superficie de anodizado se redujo aún más por la incubación en condiciones aeróbicas, mientras que no hay diferencia en la adhesión a titanio mecanizado fue encontrado depende de atmósfera. Figura 4 Interacciones entre la superficie, pH y atmósfera afecta tha adhesión bacteriana. La primera figura (a) ilustra el efecto del pH y propiedades superficiales sobre la adhesión de S. mitis Hoteles en co-cultivo con A. oris. México La adherencia de S. mitis
es menor en ambas superficies después de incubación a pH 5,0 a 7,0, la reducción es estadísticamente significativa sin embargo más grande para la adhesión a titanio mecanizado de titanio anodizado. La figura (b) ilustra el efecto de las propiedades de superficie y el medio ambiente aeróbico o anaeróbico en la adherencia de S. mitis
en co-cultivo con A. oris
. Se encontró que la adhesión a la superficie anodizada que ser reducido mediante incubación aeróbica, mientras que se encontró lo contrario para la adhesión a titanio mecanizado, esta diferencia sin embargo no es estadísticamente significativo.
análisis de microscopía
Desde el examen visual de la bottom lado de los discos de titanio después de la incubación de 2,0 horas ', estaba claro que algunas bacterias adheridas a este lado. Sin embargo, esta cantidad era pequeña en comparación con la en el lado superior, lo que explica la exclusión de la parte inferior del análisis. El mismo resultado, con un número bajo de bacterias restantes, se encontró que cuando se analiza el lado superior de los discos después de stomaching (datos no mostrados). Estos resultados confirman que 1 minuto de stomaching es suficiente para eliminar las células adheridas de la superficie anodizada, así como el mecanizado. Por otra parte, el número de bacterias que queda en las superficies después de stomaching fue muy baja en comparación con el número de bacterias eliminadas y era, por tanto, considerar que no tiene efecto en el análisis estadístico.
CLSM se realizó para obtener más información sobre la la adhesión bacteriana a las superficies y la viabilidad de las bacterias unidas. A. oris
se encuentra a menudo como células individuales o en pequeños grupos, la adhesión a las ranuras formadas por el proceso de mecanizado de la superficie mecanizada; y alrededor de las estructuras de la superficie anodizada, como se ve en la Figura 5. S. mitis
se encontró también que se adhieran a las ranuras de la superficie de titanio mecanizado (Figura 6a), mientras que la estructura de la superficie anodizada parecía obstruir la adhesión de esta bacteria ya que las cadenas a menudo se encuentra en parte separadas de la superficie (Figura 6b). Las superficies a la izquierda en la figura 5 son titanio mecanizado, mientras que las superficies derechas están anodizados titanio. Por otra parte, las células vivas se visualizan en las células verdes y muertos se ven en rojo. Las superficies a-c se incubaron en atmósfera anaerobia, la superficie d en atmósfera aerobia. Superficies c-d se incubaron a pH 5. De acuerdo con los resultados descritos anteriormente, cantidades más altas de las cadenas largas formadas por S. mitis
se encuentran en la superficie mecanizada de en la superficie anodizado, como se ilustra en la Figura 5a-b. Cantidades iguales de las dos bacterias se encuentran en la superficie mecanizada después de la incubación anaeróbica a pH 7 (Figura 5a), mientras que la adhesión de S. mitis
a ambas superficies se redujo por incubación a pH 5 con independencia de la atmósfera (Figura 5c-d ). Una alta viabilidad de las bacterias fue visto después de la incubación a pH 7,0, con sólo pocas células no viables en los grupos y cadenas. La cantidad de células no viables de S. mitis
fue, sin embargo, mayor después de incubación a pH 5,0 (datos no mostrados) y el mismo se encontró para A. oris
después de incubación a ambiente aeróbico (Figura 5d) . Figura 5 Confocal de imágenes de microscopía de escaneo láser de titanio mecanizado (a, c) y titanio anodizado (b, d) las superficies que se incuba con un co-cultivo de A. oris y S. mitis. Las bacterias se marcaron con LIVE /DEAD® (Molecular Probes) por lo tanto de color verde indica células vivas y el color rojo indica las células muertas. Las superficies a-c se incubaron anaeróbica y aeróbica d. Los dos bacterias se encontraron en cantidades iguales en la superficie de titanio mecanizado después de la incubación anaeróbica a pH 7 (a), mientras que la mayoría de A. oris
se puede conocer en la superficie anodizada, después de la incubación en las mismas condiciones (b). La adhesión de S. mitis
a ambas superficies se redujo aún más después de incubación a pH 5 con independencia de la atmósfera (c, d). Se encontró que el número de células viables no (rojo) de A.oris
ser mayor después de la incubación aeróbica que anaeróbica (d).
Figura 6 Confocal de imágenes de microscopía de escaneo láser de A. oris (pequeños puntos distintos y clusters, indicadas por las flechas blancas) y S. mitis (cadenas) se adhirieron al mecanizado (a) y anodizado (b) las superficies de titanio, después de la incubación aeróbica a pH 7. Las bacterias se marcaron con lIVE /DEAD® (Molecular Probes) la visualización en vivo células en células verdes y muertos en lectura. Todos los autores han leído y aprobado el manuscrito final.
