Resumen Antecedentes
Un elemento clave para el éxito a largo plazo de los implantes dentales es la integración de la superficie del implante con los tejidos circundantes de acogida. La modificación de superficies de implantes de titanio puede mejorar la actividad de los osteoblastos, pero sus efectos sobre las células de los tejidos blandos no son claros. La adhesión de los queratinocitos humanos y fibroblastos gingivales para controlar de titanio comercialmente puro (CpTi) y dos superficies preparadas por oxidación anódica, por tanto, se investigó. Desde pilares de implantes están expuestos a un ambiente rico en bacterias in vivo
, también se evaluó el efecto de las bacterias orales en la adhesión de los queratinocitos.
Métodos
Las superficies se caracterizaron mediante microscopía electrónica de barrido (SEM). Se evaluó el número de células adheridas y fuerza de unión, así como la vitalidad de los fibroblastos y queratinocitos utilizando microscopía confocal de barrido láser después de la tinción con Dead Bac
luz Live /. Para evaluar el efecto de las bacterias en la adherencia y la vitalidad, los queratinocitos se cultivaron conjuntamente con un consorcio de cuatro especies de estreptococos.
Resultados
análisis SEM mostraron las dos superficies oxidadas anódicamente para ser nanoestructurado con diferentes grados de de poro densidad. Más de 24 horas, tanto los fibroblastos y queratinocitos adhieren bien a las superficies nanoestructuradas, aunque en un grado algo menor que para CpTi (rango 42 a 89% de los niveles en CpTi). La fuerza de adhesión de queratinocitos fue mayor que la de los fibroblastos, pero no hay diferencias en la fuerza de adhesión se pudo observar entre las dos superficies nanoestructuradas y de la CpTi. El consorcio de los estreptococos comensal reduce notablemente la adhesión de los queratinocitos en todas las superficies, así como comprometer la integridad de la membrana de las células adheridas.
Conclusión
Tanto la vitalidad y el nivel de adherencia de las células de los tejidos blandos a las superficies nanoestructuradas era similar a la de CpTi. Co-cultivo con estreptococos redujo el número de queratinocitos en todas las superficies a aproximadamente el mismo nivel y causó daño celular, lo que sugiere que las bacterias comensales podría afectar a la adhesión de las células de los tejidos blandos al estribo superficies in vivo
.
Palabras clave
queratinocitos orales gingival fibroblastos La unión celular implante dental modificación de la superficie bacterias orales material complementario Electrónico
La versión en línea de este artículo (doi:. 10 1186 /1472-6831-14-75) contiene material complementario, que está disponible a los usuarios autorizados.
Antecedentes
Debido a que suelen tener buenos resultados clínicos, los implantes dentales son ahora un tratamiento común para reemplazar los dientes perdidos o desaparecidos. Los elementos clave para el éxito a largo plazo de tales implantes son la formación de una conexión estable entre el tejido óseo huésped y la superficie del artefacto (osteointegración) y la integración del componente transmucosal, o de tope, con los tejidos blandos. Anteriormente, mucha investigación se ha centrado en la optimización de la osteointegración, pero más recientemente, la atención se ha desplazado a incluir el desarrollo de biomateriales que mejoran la formación de una barrera de tejido blando alrededor del implante. En la cavidad oral, pilares de implante que sobresalen a través de la mucosa se exponen a un entorno complejo que contiene saliva y exudado gingival, así como microorganismos. La carga microbiana en la cavidad oral es muy alto, y hasta 700 especies diferentes se han identificado [1]. Después de la colocación, la superficie de tope rápidamente se coloniza por las bacterias orales que pueden competir con las células del tejido epitelial y conectivo para la unión a la superficie (para una revisión ver [2]). Los ejemplos típicos de los primeros colonizadores en ambos tejidos duros y blandos de la cavidad oral son los estreptococos, incluyendo Streptococcus gordonii
, oralis
, Streptococcus mitis Streptococcus sanguinis Opiniones y
, así como de especies tales como Actinomyces naeslundii
[3, 4]. La adhesión de estos microorganismos a la superficie de apoyo puede proporcionar sitios de unión para un nuevo conjunto de colonizadores finalmente conducen a la formación de la placa madura [5, 6]. Hoteles en los dientes naturales invasión bacteriana en los tejidos blandos periodontales es limitada físicamente por la mucosa gingival, que forma un sello alrededor del cuello del diente. El epitelio también actúa como una barrera fisiológica a través de la liberación de moléculas implicadas en la inmunidad innata incluyendo péptidos antimicrobianos y citoquinas, así como el inicio de las respuestas inflamatorias [7]. En el caso de los implantes dentales la barrera natural que consta de epitelio de unión y el ligamento periodontal es deficiente, aumentando así la importancia de un manguito de tejido blando de las células epiteliales y fibroblastos firmemente unido al pilar. Los estudios en perros han sugerido la mucosa peri-implante puede formar un sello a través de un manguito de mucosa así queratinizado, análoga a la que los dientes naturales circundantes [8] y capas de células epiteliales han sido identificados en estrecha asociación a superficies de titanio implantados en la vía oral mucosa [9]. Además, los estudios histológicos indican que las células epiteliales se puede unir a las superficies de titanio por medio de hemi-desmosomas similares a los encontrados en la lámina basal interno [10]. La disposición de los tejidos blandos en la interfaz de la mucosa se ha demostrado ser influenciado por la modificación del implante de titanio topografía de la superficie con la oxidación o grabado ácido, así como la modificación química con la laminina 5 [11, 12]. Recientemente, el papel de nanoestructuras en la superficie de implantes de titanio en la cicatrización del tejido se ha convertido en un foco de interés importante. Nanoestructuras, incluyendo nanoporos y nanotubues, pueden ser creados por la oxidación anódica, un método electroquímico en el que variables tales como la tensión, las concentraciones de electrolitos y el tiempo se puede variar para crear diferentes nanotopographies. Sin embargo, mientras que los efectos de las modificaciones en el nivel de nanómetros sobre la actividad de osteoblastos se han estudiado ampliamente [13, 14], el conocimiento de cómo influyen nanoestructuras peri-implante de curación de los tejidos blandos es actualmente limitado. Los pocos estudios in vivo
que se han realizado en ratas [15], los perros [16] o los seres humanos [17] (Wennerberg et al.
) Sugieren que el uso de superficies de apoyo de titanio nanoestructurado podría mejorar los tejidos blandos curación. Un estudio in vitro
en por Zile et al
. [18] reveló que la densidad de los queratinocitos sobre superficies nanotubulares y nanorough aumentó en comparación a la de las superficies de titanio convencionales mientras que para los fibroblastos, tales estudios han demostrado una mayor adherencia de las células en superficies nanoestructuradas preparados por oxidación anódica [19], pero la disminución de la adhesión a recubrimientos nanoestructurados de titanio en silicona [20]. Si bien estos estudios in vitro
en han arrojado luz sobre los posibles efectos positivos de tales superficies, in vivo
, la situación durante las etapas iniciales de la curación es mucho más complejo, donde se produce la unión de células en presencia de las primeras bacterias orales que colonizan tales como estreptococos orales. Por lo tanto en este estudio, hemos investigado la adherencia de los queratinocitos humanos y fibroblastos gingivales de superficies de titanio nanoestructurados y también evaluaron el efecto de un consorcio bacteriano que contiene Streptococcus gordonii
, Streptococcus oralis
, Streptococcus mitis y
Streptococcus sanguinis
sobre la adhesión de los queratinocitos a las superficies.
Métodos
Titanium superficies
se utilizaron discos de titanio (8 mm de diámetro y 2 mm de espesor) con tres superficies diferentes en este estudio. discos de titanio comercialmente puro (CpTi) se utilizaron como controles (C) y dos superficies oxidadas anódicamente (N1 y N2) se utilizaron como superficies de prueba. N1 fue preparado por oxidación anódica de titanio comercialmente puro mientras que N2 fue preparado por oxidación anódica en aleación de titanio (TiA
6 V 4). análisis de espectroscopia de electrones Auger reveló la capa de óxido en las superficies de N1 y N2 que ser mayor de 100 de contacto ángulos de espesor y la media nm para el control, N1 y N2 superficies no mostraron diferencias significativas (51 ° ± 2, 42 ° ± 1 ° , 38 ° ± 0,3 °, respectivamente) [21]. mediciones de perfilometría de la rugosidad media (Sa) mostraron que todas las superficies tenían una topografía suave con Sa de 0,18 m para la superficie de control, y 0,17 micras y 0,21 micras, respectivamente, para la N1 y N2 superficies [21]. Antes de su uso, los discos de titanio se limpiaron por tratamiento con ultrasonidos en 70% de etanol PRO-analys durante 2 x 10 minutos, seguido de lavado con agua ultrapura estéril durante 2 x 10 minutos. Microscopía electrónica de barrido
La morfología de la superficie de los discos de titanio se examinó utilizando un microscopio electrónico de barrido 55 Ultra Zeiss. Las imágenes fueron tomadas con un detector de electrones secundarios en 8000 × magnificación utilizando un voltaje de aceleración de 10 kV y una abertura de lente de objetivo de 30 micras.
Fibroblastos gingivales humanos
se establecieron cultivos de fibroblastos gingivales humanos a partir de biopsias gingivales obtenidos a partir de dos sujetos sanos (edad 11-13 años) sin signos clínicos de la enfermedad periodontal. La sueca Junta Central de Examen Ético, Estocolmo aprobó la colección de biopsias y el establecimiento de las líneas celulares de fibroblastos (número de registro 377/98). piezas picada de tejido gingival se explantaron a 25 cm 2 frascos de cultivo de tejidos (Falcon) que contienen 5 ml de DMEM suplementado con penicilina (50 unidades /ml), estreptomicina (50 mg /ml) y suero de ternera fetal al 5% (FCS ) (Invitrogen Life Technologies, Escocia, Reino Unido). fibroblastos gingivales obtenidos por tripsinización de la excrecencia celular primaria se cultivaron a 37 ° C con 5% de CO 2 y rutinariamente a pases usando 0,025% de tripsina en solución salina tamponada con fosfato (PBS) que contiene 0,02% de EDTA en 90% de confluencia. Se utilizaron fibroblastos gingivales humanos entre los pasajes 9ª y 14ª en este estudio.
queratinocitos orales humanas inmortalizadas
queratinocitos orales humanos normales (OKF6 /terc-2) [22] obtenido del Dr. James Rheinwald (Hospital Brigham y de Mujeres, Boston, EE.UU.), se sembraron en placas de cultivo en un medio de queratinocitos libre de suero (Gibco) suplementado con 0,2 ng ml -1 factor de crecimiento epidérmico humano recombinante, 25 g extracto de pituitaria bovina ml -1 y CaCl 0,3 mM 2 que contiene 1 ml de penicilina UI -1 y 1 mg ml estreptomicina -1 (medio DF-K) y se cultivaron en 5% de CO 2 en el aire a 37 ° C. El medio se cambió después de 1 día y cada 2-3 días posteriores hasta que las células alcanzaron un 30-50% de confluencia. Las células se pasaron usando 0,05% de tripsina-EDTA (Gibco). Ensayo de adhesión celular
discos de titanio se colocaron en placas de 24 pocillos de cultivo de tejidos (Becton Dickinson), se sembró con cualquiera de los queratinocitos o fibroblastos gingivales (1 × 10 < sup> 5 células en 1 ml de medio DF-K o DMEM suplementado con penicilina (50 unidades /ml), estreptomicina (50 mg /ml) y suero de ternera fetal al 5%, respectivamente) y se incubaron en 5% de CO 2 en aire a 37 ° C durante 24 horas. Se eligió este punto de tiempo ya que un número suficiente de células se había adherido a fin de que los resultados sean había producido la división celular confiable, pero poco. Los discos se lavaron suavemente con PBS para eliminar las células no inscritos y se tiñeron usando Bac Live /Dead
kit de tinción de luz (Molecular Probes). Las células adherentes se visualizaron utilizando un microscopio de fluorescencia. Para evaluar lo bien que se adjuntaron las células al sustrato, se utilizó un procedimiento de lavado normalizado para eliminar las células adheridas débilmente [23]. Discos en placas de cultivo que contienen 1 ml de PBS se agitaron a 100 rpm durante 2 x 5 minutos (IKA Vibrax agitador rotatorio, GmbH & amp; Co., Alemania). Las células restantes después de este procedimiento se contaron manualmente después de la tinción con Bac Live /Dead
kit de tinción de la Luz y la captura de imágenes mediante microscopía de fluorescencia. El número de células restantes después del lavado se expresó como una relación de control (número de células presentes antes del lavado).
Cepas bacterianas
aislados clínicos de S. gordonii
(HC7), S. mitis
(BA7), S. oralis
(89C) y S. sanguinis
(FC2) se utilizaron en este estudio. S. gordonii S. sanguinis
, S. mitis Comprar y Vender se obtiene a partir de la placa dental proximal, mientras que S. oralis
fue aislado de una infección alrededor del implante. S. gordonii
fue identificado por pruebas fenotípicas positivos para la N-acetil-
glucosaminidasa, N
-acetylgalactosaminidase, α-fucosidase y β-galactosidasa, mientras que la identificación de S. mitis
se basó en fenotípico positivo pruebas para
N-acetil-galactosaminidasa, N
-acetil- glucosaminidasa, β-galactosidasa y sialidasa.
identificación de S. sanguinis
se basó en las pruebas fenotípicas negativas para la sialidasa, arbinosidase, L- fucosidase, α-glucosidasa y la adhesión firme de MSA de agar y S. oralis
fue identificado basa en pruebas fenotípicas positivos para N
-acetylglucosaminidase y sialidasa y una prueba negativa para D-fucosidasa, además de la secuenciación de la gdh Opiniones y ddl
genes [24]. Las bacterias se cultivaron en agar sangre en un ambiente de 5% CO 2 en el aire a 37 ° C. Las colonias se transfirieron a caldo Bacto Todd-Hewitt (TH) (Becton Dickinson & amp; Co) y se hicieron crecer durante la noche en 5% de CO 2 en el aire a 37 ° C. Las suspensiones se transfirieron a caldo TH fresco y se incubaron a 37 ° C hasta que se alcanzó la fase de crecimiento exponencial media (A 600 ≈ 0.5), correspondiente a 10 7 células /ml. Entre los cultivos en fase de cada cepa se mezclaron a continuación (1: 1: 1: 1) para dar un consorcio de cuatro especies y se centrifugó (4000 g
) durante 10 min. Los gránulos se resuspendieron en medio de queratinocitos libre de suero (Gibco) suplementado con 0,2 ng ml -1 factor de crecimiento epidérmico humano recombinante, 25 g extracto de pituitaria bovina ml -1 y CaCl 0,3 mM 2 para dar una concentración final de 10 7 células /ml.
efecto de las bacterias orales en la adhesión de los queratinocitos
para estudiar el efecto de las bacterias orales en la adhesión de los queratinocitos, los discos de titanio se sembraron con 1 ml de OKF6 /Tert 2 células y éstas se dejó que se unieran durante 16 horas. Después de este tiempo, 1 ml de la cuatro especies consorcio bacteriano que contiene 10 7 células en medio de queratinocitos libre de suero como se describió anteriormente, se añadieron y los discos después se incubaron en 5% de CO 2 en el aire a 37 ° C durante 8 horas adicionales. Después de un tiempo total de incubación de 24 horas, los discos se lavaron suavemente con medio de queratinocitos libre de suero para eliminar las células no inscritos y las células adherentes restantes teñidas con Live /Dead Bac
kit de tinción de luz (Molecular Probes) antes de la visualización en un microscopio de fluorescencia. Para evaluar la fuerza de unión de las células de las bacterias tratadas con al sustrato, se utilizó el mismo procedimiento de lavado normalizado como se describe anteriormente. Alternativamente, los discos de titanio se sembraron con 1 ml de la cuatro especies consorcio bacteriano que contiene 10 7 células en medio de queratinocitos libre de suero (5% de CO 2 en el aire a 37 ° C) durante 2 horas y se lavó tres veces con medio de queratinocitos libre de suero antes de la adición de 1 × 10 5 células en medio de queratinocitos libre de suero de 1 ml durante 22 horas. el análisis de imágenes y estadísticas
los experimentos se llevaron a cabo tres veces usando celular independiente y cultivos bacterianos. Para todos los experimentos, se tomaron las imágenes en los mismos veinte puntos estandarizadas en las superficies, evitando el centro y los bordes extremos de los discos. Los resultados para las superficies de ensayo se compararon mediante ANOVA para controlar, con un post-test de Bonferroni y los valores de p inferior a 0,05 se consideró significativo.
Resultados
morfología superficial
La superficie micrografías SEM de control y CpTi superficies oxidadas anódicamente, se muestran en la Figura 1. la superficie del disco de control CpTi tenían una topografía anisotrópico similar a la de los implantes comerciales mecanizadas. Tanto las superficies oxidadas anódicamente (N1 y N2) tenían poros en el rango de 50 nm. En la superficie N1, el poro densidad era alto y los poros se distribuye uniformemente sobre la superficie, mientras que en las superficies de N2, los poros más escasamente distribuidos y agrupados, dando lugar a áreas más grandes exentos de poros. Figura 1 imágenes SEM de CpTi y superficies oxidadas anódicamente. Imágenes representativas de la control (CpTi) (C), y las superficies anódicamente oxidados (N1 y N2). La barra de escala representa 1 micra.
La unión de los fibroblastos gingivales humanos de superficies de titanio nanoestructurados
La adhesión de los fibroblastos gingivales humanos a las tres superficies, control de CpTi, se investigó N1 y N2. Las células se dejaron adherir durante 24 horas, antes de la tinción con Bac
luz Live /Dead y visualización en un microscopio de fluorescencia. Análisis de la imagen revelada a las células para tener una característica morfología alargada de fibroblastos (Figura 2a). En la superficie de control CpTi, la densidad celular fue relativamente alta (Figura 2a), que corresponde a aproximadamente 781 ± 87 células mm -2 (Figura 2b). Los niveles de la cobertura de la superficie N2 fueron (669 ± 26 células mm -2), que corresponde a 85% del control, mientras que la cobertura en la superficie N1 (328 ± 84 células mm -2) correspondió a 42% de control (figura 2a, b). La reducción en la superficie N1 fue significativa al nivel del 5% en comparación con el control. Por lo tanto, los fibroblastos gingivales mostraron un poco más baja capacidad de adherirse a la N1 que con el control y las superficies de N2. Figura 2 La adhesión de los fibroblastos gingivales humanos para el control de CpTi (C) y nano-estructurado (N1 y N2) superficies. (A) células adheridas se tiñeron con Live Bac
/Dead Luz y vistos en un microscopio de fluorescencia. La barra de escala representa 50 micras. (B) Gráficos que muestran media del número de células adheridas ± SEM de tres experimentos independientes. Los datos se analizaron mediante ANOVA con un post-test de Bonferroni (* p & lt; 0,05).
Un ensayo, basado en el número de células extraídas por un procedimiento de lavado estándar, se utilizó para determinar la fuerza de adhesión de los fibroblastos en la tres superficies. El número de células adherentes restantes después del tratamiento se cuantificó y se calcula como un porcentaje del recuento de células inicial en la misma superficie. Esto reveló que la superficie de control CpTi, 33 ± 0,7% de las células permaneció tras el lavado mientras que para las superficies de N1 y N2, las cifras correspondientes fueron 44 ± 6,8% y 23 ± 2,7%, respectivamente. Estos datos indican que no hubo diferencia entre la fuerza de adhesión de los fibroblastos gingivales al control CpTi y las superficies nanoestructuradas.
La adhesión de keratinocyes orales para superficies de titanio
Las otras células de los tejidos blandos de importancia para la integración de los implantes dentales son queratinocitos orales, y por lo tanto la adherencia de estas células a las tres superficies también fue probado. Después de 24 horas, los queratinocitos son viables y se encontraron como grupos de células con una morfología típica poligonal, que se distribuyen de manera uniforme sobre la superficie de los discos de titanio (Figura 3A). En la superficie de control CpTi, el número medio de células fue de 470 ± 73 mm -2. El número medio de células en la superficie N1 (419 ± 107 mm -2) fue similar a la de la CpTi mientras que en la superficie N2 fue algo inferior (284 ± 27 mm -2). Estos valores corresponden a 89% y 60%, respectivamente, del nivel de la superficie de control. Ninguna de estas diferencias fue significativa al nivel del 5% (Figura 3b). La fuerza de adhesión de los queratinocitos en las superficies se investigó mediante el ensayo de lavado. proporciones similares de las células unidas se mantuvieron en las tres superficies después del lavado, lo que sugiere que la fuerza de adhesión de los queratinocitos no fue influenciado por la presencia de nanoestructuras (columna de la izquierda, la Tabla 1). Figura 3 La adhesión de los queratinocitos orales humanos para el control de CpTi (C) y nano-estructurado (N1 y N2) superficies. (A) células adheridas se tiñeron con Live Bac
/Dead Luz y vistos en un microscopio de fluorescencia. La barra de escala representa 50 micras. (B) Gráficos que muestran media del número de células adheridas ± SEM de tres experimentos independientes
Tabla 1 Los queratinocitos en CpTi (C) y superficies nanoestructuradas (N1 & amp; N2). Después de un lavado normalizado, expresado como un porcentaje de la los niveles de pre-lavado para la misma superficie
queratinocitos restante en las superficies después de lavado
superficie
- bacterias las bacterias
+
C
83 ± 5,5%
96 ± 0,3%
N1
75 ± 1,4%
83 ± 3,5%
N2
94 ± 1,5%
87 ± 4,6%
Influencia de estreptococos orales sobre la unión de los queratinocitos
En la zona donde el pilar emerge a través del epitelio oral, los queratinocitos de fijación a la superficie de tope están expuestos a la microbiota oral. Por lo tanto se investigó la influencia de un consorcio de los primeros colonizadores sobre la adherencia de los queratinocitos. La presencia de bacterias durante las últimas 8 horas del periodo de adherencia causó una marcada reducción en el número de queratinocitos que se encuentran en todas las superficies en comparación con el nivel observado en ausencia de bacterias (Figura 3b), aunque esta diferencia no fue significativa en el 5% de nivel (Figura 4a, b). Un pequeño número de bacterias se encontraron como racimos asociados tanto con la superficie de titanio y los queratinocitos adherentes. Por tanto, estos datos sugieren que la presencia de bacterias o bien reduce la capacidad de los queratinocitos para unirse a las superficies o desprendimiento causado de células adheridas. Curiosamente, el núcleo de los queratinocitos expuestos a las bacterias durante 8 horas mostró tinción de color rojo o naranja con el Bac
luz mancha Live /Dead que no se observó en los queratinocitos no expuestas (Figura 5). Esto indica que el yoduro de propidio había entrado en las células y es indicativo de daño a la membrana celular. La presencia de las bacterias por lo tanto, no sólo parecían causar una reducción en el número neto de células que se adhieren al sustrato después de 24 horas, pero también se ve afectada la viabilidad celular. Para investigar el efecto de las bacterias en la fuerza de adhesión de los queratinocitos, el ensayo de lavado se aplicó también a las células previamente expuestas a la bacteria. Después de este tratamiento, ninguna disminución significativa en el número de células presentes en la superficie en comparación con los niveles pre-lavado se observó para cualquiera de las superficies (columna derecha, Tabla 1). Por tanto, estos resultados sugieren que las bacterias no afectaron a la fuerza de adhesión de los queratinocitos a las diferentes superficies. También se investigó la adhesión de los queratinocitos a las superficies ya colonizados por el consorcio de estreptococos orales. Después de 2 horas, la cobertura de la superficie por el consorcio fue de alrededor de 50% y 20 horas después de su adición, se observó sólo la adhesión esporádica de los queratinocitos (no se muestran datos). Así, la presencia de bacterias colonizadoras tempranas en las superficies de titanio inhibe claramente fijación posterior de los queratinocitos. Figura 4 La adhesión de los queratinocitos orales humanos para el control de CpTi (C) y nano-estructurado (N1 y N2) las superficies que se incuba con un consorcio de estreptococos orales. (A) células adheridas se tiñeron con Live Bac
/Dead Luz y vistos en un microscopio de fluorescencia. La barra de escala representa 50 micras. (B) Gráficos que muestran el número medio de células adheridas ± SEM de tres experimentos independientes.
Figura 5 Efectos de un consorcio de estreptococos orales sobre los queratinocitos. queratinocitos orales humanos se cultivaron en las superficies de control (C) en ausencia (panel izquierdo) o presencia (panel derecho) de un consorcio de estreptococos orales. La barra de escala representa 50 micras.
Discusión
Anteriormente, mucho trabajo se ha centrado en la modificación de superficies TiO 2 para mejorar la integración ósea y los estudios han investigado tanto la adherencia de los osteoblastos in vitro
[13, 14] y el tejido integración in vivo
[25]. Sin embargo, todavía hay importantes lagunas en nuestro conocimiento en cuanto a la adherencia y la función de las células de los tejidos blandos en la interfase pilar-mucosa. En este estudio, la adhesión de los queratinocitos y los fibroblastos a dos superficies; uno formado por oxidación anódica en CpTi (N1) y el otro, formado por oxidación anódica en una aleación de titanio (N2), se comparó con la de una superficie de control CpTi. Tanto las superficies modificadas eran nano-estructurado con poros en los 50 nm gama que cubre toda la superficie. Sin embargo, diferían en poros densidad, con poros más escasamente distribuidas y con zonas libres de poros más grandes en la N2 que en la superficie N1. Así como las modificaciones a nanoescala, la oxidación anódica puede causar cambios en la superficie del material a granel, y el TiO capas 2 de superficie de N1 y N2 se ha demostrado que contienen niveles más altos de anatasa cristalina que el control CpTi [21]. Aunque los efectos citotóxicos sobre las bacterias se han observado en la presencia de radiación UV [26], se sabe poco sobre los efectos de anatasa asociada a la superficie en las células eucariotas. En este estudio, sin embargo, los N1 y N2 superficies anatasa ricos no demostraron efectos citotóxicos en cualquiera de los fibroblastos o queratinocitos.
El patrón de unión de los fibroblastos gingivales humanos era algo diferente a la de los queratinocitos. Ambos fibroblastos y queratinocitos fueron capaces de enlazar con el control de CpTi y las superficies nanoestructuradas. Sin embargo, mientras que el nivel de adherencia de los fibroblastos a las superficies de N2 fue similar a la de control de CpTi, la adhesión a la superficie N1 se redujo significativamente. Para los queratinocitos, a pesar de que el número de células fue algo menor en la N2, no hubo diferencias significativas en la densidad celular total en las superficies nanoestructuradas en comparación con los que en el control de CpTi. Así, los datos muestran que la presencia y distribución de los poros no tuvieron influencia en la adherencia de los queratinocitos orales mientras que para los fibroblastos gingivales, un alto poro densidad adherencia reducida. Esto sugiere que la unión de los fibroblastos gingivales se vio afectada por la naturaleza del sustrato mientras que la de los queratinocitos no fue influenciada en la misma medida. En un estudio realizado por Ma et al
., La presencia de nanotubos con un diámetro de alrededor de 100 nm reduce la adherencia de fibroblastos en comparación con un control de titanio pulido [27] mientras Guida et al
. mostró aumento de la adhesión de los fibroblastos a las superficies nanoestructuradas oxidados comparación con los controles de titanio convertido [19]. Conclusiones sobre los efectos de las nano-estructuras en función de los fibroblastos son por lo tanto difíciles de extraer de la literatura actual. Para los queratinocitos, los datos es limitado, pero Zile et al
. [18] han demostrado que las superficies de titanio nano-tubular promueven la adherencia en comparación con superficies convencionales nano-liso. En este estudio, el número de queratinocitos que se adhieren a la superficie de titanio convencional era comparable a la observada para las superficies de control en su estudio, aunque sin aumento de la densidad celular en las superficies nanoestructuradas utilizados aquí se observó. México La formación de se espera que un sello hermético entre el implante y los tejidos blandos circundantes para contribuir al mantenimiento de los tejidos sanos alrededor de un implante [28, 29]. Estudios realizados en perros han puesto de manifiesto que las superficies de titanio nanoporoso derivados de sol-gel pueden inducir el desarrollo de interacciones hemidesmosómica entre la mucosa oral y la superficie del implante [16]. Del mismo modo, en sujetos humanos, el contacto entre la mucosa y de titanio implantes orales se mejoró en presencia de películas de óxido de titanio derivados de sol-gel [17]. Por lo tanto la fuerza de adherencia de los queratinocitos y los fibroblastos se investigó usando un procedimiento que elimina las células débilmente unidas. Un método similar se ha usado previamente para investigar la adhesión de las células epiteliales y fibroblastos a titanio [23]. Los resultados de este estudio no revelaron diferencias en la fuerza de adhesión de los queratinocitos o fibroblastos a las superficies oxidadas anódicamente comparación con el control CpTi lo que sugiere que las nanoestructuras no influyeron en la fuerza de unión de cualquiera de los tipos de células.
Esto está de acuerdo con los resultados de otro estudio in vitro
donde la fuerza de adhesión de los fibroblastos no se vio afectada por las condiciones de superficie y los materiales [30]. Sin embargo fibroblastos se eliminaron en mayor medida a partir de todas las superficies que los queratinocitos, lo que indica una fuerza de adherencia global inferior para estas células.
Mayoría vitro
estudios en de la influencia de las propiedades de superficie del implante en la adhesión célula huésped han sido llevado a cabo en ambientes libres de bacterias. Sin embargo, cuando una superficie de apoyo se coloca en la cavidad oral, la capacidad de las células de los tejidos blandos, en particular los queratinocitos, para adherir puede estar influenciada por la presencia de microorganismos en el medio ambiente oral. por lo tanto, se investigó el efecto de un consorcio de los estreptococos de colonización temprana en la adherencia y la fuerza de adhesión de queratinocitos. la adhesión de queratinocitos era en gran parte inhibida cuando las bacterias ya estaban presentes en las superficies de titanio que sugieren que la curación de los tejidos blandos puede ser fuertemente influenciado por la presencia de biopelículas microbianas en la superficie de tope. La exposición de fijación de los queratinocitos a las mismas bacterias, reduce la densidad celular de alrededor de 50% y la integridad de la membrana celular de las células restantes parecía estar comprometida. Mientras que el daño celular observado aquí fue algo sorprendente, ya que los estreptococos orales no son normalmente considerados como patógenos, se obtuvieron resultados similares en estudios in vitro
donde osteoblastos fueron expuestos al comensal de la piel, Staphylococcus epidermidis
[31, 32] . Se sabe que los estreptococos comensal producir una gama de productos finales metabólicos, incluyendo lactato, acetato, etanol y formiato así como enzimas (glicosidasas y proteasas) y antígenos bacterianos incluyendo el ácido lipoteicoico (LTA) que pueden ser considerados como posibles mecanismos para la observada daño celular [33, 34]. Mientras que los queratinocitos pueden responder a través de LTA receptores Toll-like [35], los efectos de otras sustancias sobre la función de los queratinocitos actualmente no están bien comprendidos.
